IQ Products Fetal Cell Count Mode d'emploi

FR IQP-379
version 7
Fetal Cell Count Kit™
Détection et quantification des hématies fœtales par
cytométrie en flux
[REF]1 IQP-379
s25 tests
I Instructions d’utilisation
[IVD] |
Dispositif médical de diagnostic in vitro
et
Conservation
A réception, les réactifs doivent être conservés à 2-8 °C, à
l’abri de la lumière.
Les réactifs ainsi conservés sont
stables jusqu’à la date d’expiration indiquée sur l’étiquette.
Les réactifs doivent être remis rapidement à 2-8 °C après
utilisation.
!DK
Utilisation
Le kit “Fetal Cell Count™” permet l’identification et la
quantification précise des hématies fœtales dans le sang
maternel par cytométrie en flux. La méthode est basée sur
l’analyse
par
fluorescence
de
deux
marqueurs
intracellulaires: l’Hémoglobine Foetale (HbF) et l’Anhydrase
Carbonique (AC). Les deux marqueurs sont détectés dans
les érythrocytes des échantillons sanguins prélevés sur
EDTA ou sur héparine. L’analyse bi-paramétrique complète
d’une série d’échantillons peut être réalisée dans un délai
de 2h à compter du prélèvement.
Principe du test de cytométrie en flux
Le test “Fetal Cell Count™” est basé sur l’utilisation
simultanée de deux anticorps. L’un est dirigé contre
l’hémoglobine fœtale (HbF), qui est exprimée dans les
érythrocytaires fœtaux et dans un faible pourcentage
d’érythrocytes adultes, dénommés cellules F. Le second
anticorps est dirigé contre l’Anhydrase Carbonique (AC)
dont l’expression est limitée aux érythrocytes adultes, avec
toutefois une faible expression à une étape finale de
différenciation des érythrocytes fœtaux. La révélation des
deux marqueurs en cytométrie permet la détection
simultanée des deux antigènes intra-cellulaires des cellules
traitées par le formaldéhyde (agent fixateur) et le dodecyl
sulfate de sodium (SDS, agent perméabilisant). Il en
résulte un faible bruit de fond, une perte négligeable
d’HbF, et une agglutination minimale des cellules traitées.
Pour tous les échantillons des patients, il est recommandé
de toujours inclure un échantillon sanguin d'un adulte
(homme) enrichi de 5 % de sang ombilical en guise de
contrôle positif, et sans sang ombilical comme contrôle
négatif.
Contenu du Kit
Réactif A
Réactif B
Réactif C
Réactif D
(10x)
Réactif E
Réactif F
Solution de Fixation (A) Contient < 0,1% d’ azide de sodium
Solution de Fixation (B) Solution tamponnée de formaldéhyde Xn
R20/21/22, 36/37/38, 40, 43
Solution de perméabilisation (C) Dodecyl Sulfate de Sodium (SDS) Xn
R20,22,36/37/38,41,42
Solution de lavage (D 10x). Solution de
PBS 10x contenant de l’héparine
Anticorps polyclonal de lapin dirigé contre la
carbonique anhydrase humaine, marqué FITC.
Contient < 0,1% d’ azide de sodium
Anticorps monoclonal de souris dirigé contre
l’hémoglobine fœtale humaine, marqué R-PE.
Contient < 0,1% d’ azide de sodium
2,5 mL
2,5 mL
2,5 mL
1 x 50 mL
1,3 mL
1,3 mL
Les réactifs sont prêts à l’emploi, 25 tests par kit.
Matériel et solutions nécessaires non inclus
dans le kit
Centrifugeuse de laboratoire, tubes stériles de 5 mL, tubes
pour cytométrie en flux, tubes de prélèvement avec
anticoagulant, tampon PBS pH 7,4, eau déminéralisée,
micropipettes
ajustables
et
tips
adaptés,
vortex,
hémocytomètre ou compteur de cellules automatique,
minuteur de laboratoire, cytomètre de flux.
Précautions d’emploi
Les réactifs contenant de l’azide de sodium peuvent réagir
avec la plomberie et provoquer la formation de dérivés
explosifs. La plomberie doit être abondamment rincée à
l’eau en cas d’évacuation des solutions dans l’évier. Les
échantillons des patients ainsi que les réactifs du
laboratoire doivent être manipulés avec les précautions
d’usage en respectant les Bonnes Pratiques de Laboratoire.
Le réactif B contient de la formaldéhyde, un agent
hautement
toxique
provoquant
des
allergies
et
potentiellement cancérogène.
Le réactif C contient du dodecyl sulfate de sodium (SDS),
produit irritant. Ne pas pipeter à la bouche et porter des
gants et des lunettes pendant les manipulations de ces
réactifs pour éviter tout contact avec la peau et les yeux.
Le test de cytométrie doit être pratiqué par un personnel
habilité et entraîné. Merci de contacter le fabriquant ou le
distributeur en cas d’endommagement du kit.
Collecte et préparation des spécimens
Préparation du réactif
Avant l'analyse, la solution de lavage concentrée (réactif
D 10x) doit être diluée. Environ 16 ml deréactif D 1x est
nécessaire par échantillon. 18 ml de 0,2 µl d'eau
déminéralisée filtrée pour 2 ml de réactif D 10x de
solution de lavage. Le volume total est de 20 ml de
solution de lavage D 1x (volume maximum). Par
exemple, lors de l'analyse de l'échantillon d'un patient, un
contrôle négatif et positif de 60 ml du réactif D 1x est
utilisé.
Tous les réactifs doivent être à température ambiante
avant utilisation. Il est particulièrement important que le
réactif C soit à température ambiante (les précipités
doivent être dissouts avant utilisation).
Collecte et traitement de l'échantillon d'un patient
Collectez (au moins) 1,0 ml de sang veineux dans un tube
contenant de l'EDTA ou de l'héparine par prélèvement
sanguin aseptique. Les échantillons sanguins doivent soit
être conservés à une température entre 2 et 8 °C ou à
température ambiante (entre 20 et 25 °C) jusqu'à ce
qu'ils soient traités. Après 12 heures, l'échantillon doit
être conservé entre 2 et 8 °C et doit être analysé dans un
délai de 72 heures.
L'échantillon d'un patient stocké (entre 12 et 72 heures)
doit être nettoyé trois fois à l'aide d'un réactif D 1x (3 x
2 ml à 300 g pendant 3 minutes, freinage doux) avant de
commencer les analyses. Si possible, utilisez le
démarrage et l'arrêt doux de la centrifugeuse.
Traitement du sang ombilical et du sang adulte
utilisés dans le cadre des expériences avec
enrichissement
Le sang ombilical et le sang adulte utilisés dans le cadre
des expériences avec enrichissement peuvent également
être conservés jusqu'à 72 heures.
Le sang ombilical et le sang adulte doivent être nettoyés
trois fois à l'aide du réactif D 1x (3 x 2 ml à 300 g
pendant 3 minutes, freinage doux) avant l'enrichissement
et le début de la procédure de marquage. Si possible,
utilisez le démarrage et l'arrêt doux de la centrifugeuse.
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Échantillons de contrôle
Accompagnez toujours chaque échantillon de patient d'un
échantillon de contrôle positif et d'un échantillon de
contrôle négatif. Il est recommandé d'utiliser un
mélange de sang ombilical et de sang d'adulte (homme)
en guise d'échantillon de contrôle positif. Lorsqu'aucun
sang ombilical n'est disponible, FETALtrol (IQP-370 FT)
peut être utilisé. Il est recommandé d'utiliser du sang
d'adulte (homme) non enrichi en guise d'échantillon de
contrôle négatif.
Contrôle positif, à utiliser pour le réglage du
cytomètre
17. Éliminez le surnageant.
18. Resuspendez le culot cellulaire dans 1 ml de réactif D 1x
et resuspendez les cellules en agitant délicatement au
vortex.
Marquage immunofluorescent des échantillons de
contrôle
19. Étiquetez quatre tubes à fond conique pouvant être
utilisés avec le cytomètre de flux avec S1, S2, S3 et S4.
20. Ajoutez les différents composants aux tubes en suivant
le tableau 1. et mélangez.
21. Faites incuber à température ambiante pendant 15
minutes dans l'obscurité (évitez la lumière directe).
Mélangez environ 5 % de sang ombilical au sang adulte
normal (v/v). Seuls le sang ombilical et le sang adulte
nettoyés peuvent être mélangés.
Lorsque le mélange est utilisé pour le réglage et le
contrôle, mais aussi pour une quantification précise des
cellules enrichies, le nombre d'érythrocytes des
échantillons de sang ombilical et de sang adulte doit être
calculé
à
l'aide
d'un
analyseur
d'hématologie.
L'enrichissement pourra être calculé précisément à partir
de ces résultats.
Contrôle négatif (pas de cellules fœtales)
Il est recommandé d'utiliser le sang d'un homme adulte
pour le contrôle négatif. Lors de cette procédure, traitezle comme s'il s'agissait de l'échantillon d'un patient.
Kit d'analyse Fetal Cell Count™
Fixation et perméabilisation
échantillon de contrôle (enrichi) et échantillon de
patient
1. Pour chaque échantillon de patient et les contrôles
externes positifs et négatifs, étiquetez un tube de
centrifugeuse à fond conique de 5 ml.
2. Ajoutez 100 µl de réactif A dans chaque tube.
3. Ajoutez 10 µl de sang complet prélevé sur EDTA,
mélangez et agitez au vortex. Utilisez 5 µl si FETALTrol
est utilisé comme échantillon de contrôle.
4. Ajoutez 100 µl de réactif B et agitez au vortex.
5. Faites incuber la suspension de cellules mélangée à
température ambiante pendant exactement 30 minutes.
Mélangez délicatement la suspension pendant 10
minutes.
6. Ajoutez 2 ml de réactif D 1x et mélangez les cellules en
retournant les tubes à plusieurs reprises.
7. Passez la suspension de cellules à la centrifugeuse à
300 g pendant 3 minutes.
8. Éliminez le surnageant.
9. Ajoutez 100 µl de réactif D 1x.
10. Remettez en suspension le culot cellulaire et agitez
délicatement au vortex.
11. Ajoutez 100 µl de réactif C et agitez au vortex (le temps
d'incubation d'exactement 3 minutes démarre au
premier tube). Le réactif C doit être à température
ambiante (les précipités doivent être dissouts avant
utilisation).
12. Après exactement 3 minutes : ajoutez 2 ml de réactif D
1x et mélangez les cellules en retournant les tubes à
plusieurs reprises.
13. Passez la suspension de cellules à la centrifugeuse à
300 g pendant 3 minutes.
14. Éliminez le surnageant.
15. Ajoutez 2 mL de réactif D 1x et remettez en suspension
le culot cellulaire en retournant les tubes à plusieurs
reprises.
16. Passez la suspension de cellules à la centrifugeuse à
300 g pendant 3 minutes.
Tube
Échantillon
enrichi à 5 %
Réactif
E
Réactif
F
S1
S2
50 µl
---
---
50 µl
50 µl
---
S3
50 µl
---
50 µl
S4
50 µl
50 µl
50 µl
Tableau 1. Composants
cytomètre de flux.
à
ajouter
pour
régler
le
22. Ajoutez 2 ml de réactif D 1x et passez la suspension de
cellules à la centrifugeuse à 300 g pendant 3 minutes.
23. Éliminez le surnageant.
24. Resuspendez le culot cellulaire dans 500 µl de réactif D
1x.
25. Les cellules sont désormais prêtes à être analysées par
cytométrie en flux. Les cellules seront évaluées en 30
minutes.
Marquage immunofluorescent
d'un patient
de
l'échantillon
26. Ajoutez dans un nouveau tube à fond conique et
mélangez bien :
a) 50 µl de réactif E - anti-humain AC marqué FITC
b) 50 µl de réactif F - anti-humain HbF marqué R PE
c) 50 µl
de
suspension
d'érythrocytes
(la
suspension
de
cellules
obtenue à l'étape 18)
27. Faites incuber à température ambiante pendant 15
minutes dans l'obscurité (évitez la lumière directe).
20. Ajoutez 2 ml de réactif D 1x
28. et passez la suspension de cellules à la centrifugeuse à
300 g pendant 3 minutes.
29. Éliminez le surnageant.
30. Resuspendez le culot cellulaire dans 500 µl de réactif D
1x.
31. Les cellules sont désormais prêtes à être analysées par
cytométrie en flux. Les cellules seront évaluées en 30
minutes.
Acquisition des données
Des listes d'au moins 100 000 évènements doivent être
collectées pour le log FSC, le log SSC et le log signaux
de fluorescence pour les deux anticorps conjugués au
fluorochrome à la région limitée aux érythrocytes.
Un nombre inférieur de 100 000 évènements aura une
incidence sur la précision de l'analyse.
Afin d'éviter que les cellules fœtales et maternelles ne
soient passées au laser, il est recommandé d'analyser
les échantillons à une vitesse faible ou intermédiaire.
Exigences des instruments
Assurez-vous que le cytomètre de flux est étalonné
conformément au mode d'emploi du fabricant.
Il
est
recommandé
de
réaliser
régulièrement
l'étalonnage et la maintenance de l'instrument.
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5.
Le cytomètre de flux doit être manipulé par un
technicien compétent en la matière. L'évaluation des
résultats doit être réalisée par une personne
compétente dans l'interprétation des données de
cytométrie en flux.
Réglage de l'instrument
Les réglages de compensation entre les signaux de
fluorescence FITC et R-PE doivent être optimisés de
manière à séparer les cellules fœtales des cellules
maternelles.
Analysez
l'échantillon
marqué
uniquement de l'anti-HbF R-PE (S3) pour ajuster
la compensation R-PE en FL1. Les signaux positifs
FL2 (globules rouges fœtaux) doivent être dans le
quadrant gauche supérieur du dot plot FL1 vs. FL2
(voir cytogramme 5).
Cette procédure décrit comment régler le cytomètre de flux
avant l'acquisition et l'analyse des données du kit Fetal Cell
Count™.
Pendant l'analyse, il est plus facile d'interpréter les données
lorsque le nombre d'évènements de chaque dot plot est
limité à 10 000.
Analyse
1.
Sélectionnez tous les érythrocytes présents dans les
cellules de contrôle négatif (S1 ; contrôle non
marqué) en utilisant une région et en excluant les
débris et le bruit de fond en configurant un seuil FSC
adéquat
(voir
cytogramme
1).
Sélectionnez
l'amplification logarithmique pour les gains FSC et
SSC. Activez la région pour les étapes ultérieures
de l'évaluation.
Cytogramme 1
Cytogramme 4
6.
Cytogramme 5
Enfin, l'échantillon sanguin préparé enrichi à
5 % (S4) doit être analysé afin de vérifier si les
bonnes configurations du cytomètre sont obtenues.
Réglez les axes horizontaux du quadrant afin
d'évaluer l'échantillon directement par rapport aux
cellules HbF positives (voir cytogramme 6) et réglez
les axes verticaux directement à la gauche des
cellules AC positives mais négatives au HbF. Les
globules rouges fœtaux sont situés dans le quadrant
gauche supérieur du dot plot, tandis que les cellules
F(maternelles) interférentes se trouvent dans le coin
droit inférieur avec le reste des érythrocytes
maternels.
Cytogramme 2
2.
Le même échantillon (S1 ; contrôle non marqué)
doit également être utilisé pour ajuster les tensions
des tubes photomultiplicateurs (PMT) FL1 et FL2. Les
signaux de référence FL1/FL2 doivent être situés
dans le coin inférieur gauche du dot plot FL1 vs. FL2
(voir cytogramme 2).
3.
Les doublons peuvent être exclus en créant une
région positive sur les évènements uniques et en
éliminant les doublons du dot plot région FSC vs
largeur FSC (voir cytogramme 3).
Utilisez la région 1 (évènements) et la région 2
(évènements uniques) à toutes les autres étapes et
pour tous les échantillons de l'évaluation.
Cytogramme 6
7.
Le réglage est terminé et le/les échantillon(s) du
patient peuvent être traités et analysés. Lorsque les
cellules fœtales de l'échantillon de contrôle positif ne
présentent pas de marques de HbF (canal PE),
l'essai n'est pas valide et doit être de nouveau
effectué.
Résultats
Cytogramme 3
4.
Afin d'ajuster la compensation FITC en FL2,
l'échantillon marqué de l'anhydrase anticarbonique FITC (S2) doit être analysé. Les
signaux positifs FL1 (globules rouges adultes)
doivent se situer dans le quadrant droit inférieur du
dot plot FL1 vs. FL2 (voir cytogramme 4).
Les résultats de l’analyse des échantillons des patients
permettent de déterminer avec précision la concentration
d’érythrocytes fœtaux dans le sang circulant maternel.
Les globules rouges fœtaux sont reconnaissables par leur
forte expression en HbF et par leur plus faible expression
en AC. Cela est en contraste avec les érythrocytes
maternels qui n’expriment pas HbF mais expriment
fortement AC, et les cellules F maternelles caractérisées
par leur faible contenu en HbF et leur expression forte en
AC. L'expression en AC des cellules fœtales s'accentuera
après environ 32 semaines de gestation. À partir de la
semaine de gestation 38, il est possible que les cellules
fœtales expriment déjà l'AC dans la même mesure que les
cellules maternelles.
Des résultats représentatifs obtenus avec le kit sont
présentés dans les sections « Réglages de l’appareil »
et « Performances ». La précision de comptage des
érythrocytes a été évaluée en utilisant des mélanges
artificiels de sang de cordons et d’adultes normaux.
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Les profils démontrent clairement l’importance du second
marqueur, AC, pour une identification
précise des
populations érythrocytaires dans le sang maternel. En
l’absence du marqueur, la séparation des cellules fœtales et
des cellules F maternelles est délicate.
Les résultats obtenus peuvent être utilisés pour déterminer
le volume de sang fœtal présent dans le sang maternel.
Evaluation clinique du test- Un total de 737 échantillons
a été analysé au cours des évaluations cliniques. Une partie
des résultats est présenté ci-dessous ; les publications
rassemblant l’ensemble des résultats peuvent être
obtenues via [email protected] .
Au cours de l’évaluation clinique du kit IQP-379, ses
performances ont été évalués en comparaison avec
celle du kit utilisant la méthode indirecte (IQP-370). La
corrélation entre les deux méthodes est r2 > 0,995.
L’évaluation clinique a également permis l’analyse du
kit Fetal Cell Count™ en comparaison avec le test de
Kleihauer-Betke (KB). Dans cette étude, 130
échantillons de patients ont été analysés.
Contrôle Qualité
Tous les réactifs du kit Fetal Cell Count™ ont été évalués
avec des mélanges artificiels de sang de cordons et
d’adultes normaux. Linéarité et précision de comptage des
cellules fœtales ont été analysées. [17,18]
Limites de la méthode
La méthode nécessite l’utilisation de sang prélevé dans
des
conditions
aseptiques,
par
du
personnel
compétent.
Le kit Fetal Cell Count™ est prévu pour la
quantification des érythrocytes fœtaux par cytométrie;
il n’est pas adapté pour des études en microscopie.
La performance du kit Fetal Cell Count™ n’a pas été
évalué avec des échantillons autres que ceux d’origine
humaine.
Le kit Fetal Cell Count™ doit être utilisé pour le
Diagnostic In Vitro dans les pays de la Communauté
Européenne. Dans les autres pays, il doit être utilisé
dans un cadre de recherche uniquement.
La précision de la méthode de cytométrie dépend de
l’utilisation d’un appareil de cytométrie dûment réglé,
entretenu et contrôlé selon les recommandations du
fabricant.
Lyse des globules rouges et une diminution de
l’expression des marqueurs HbF et AC ne peut pas être
exclu quand les cellules sont conservées à température
ambiante pendant plus de 72 heures (3 jours). Ainsi, la
préparation des cellules et leur incubation avec les
anticorps doivent être effectuées dans les 3 jours qui
suivent le prélèvement.
Fetal Cell Count™
Kleihauer-Betke
+
Total
+
17
0
17
11
102
113
Total
28
102
130
13,1% (17/130) de cas d’hémorragie foeto-maternelle
ont été identifiés par les deux méthodes.
Sur un total de 130 échantillons de patients, 28 (28/130
- 21,59%) ont été identifies à des échantillons positifs
en utilisant le test KB.
Sur ces 28 échantillons positifs selon le test KB, seuls
17 patients (17/28 - 61,00%) possédaient des cellules
fœtales identifiées par cytométrie en flux en utilisant le
Fetal Cell Count™ kit (valeurs de 0,17 to 11,2%). Les 7
autres patients de la série (11/28 – 39,00 %) ont
présenté un profil atypique en test KB, avec une faible
coloration des cellules identifiées comme positives.
Sur le kit ™ de comptage de cellules positives et fœtale
11 Kleihauer-Betke du patient négatif 7 avait un motif
de test de Kleihauer-Betke atypique avec très faible
coloration des cellules. Ces échantillons ont montré un
modèle typique de la thalassémie. Ces patients par
correspondant de ont été diagnostiqués comme étant
thalassémique.
Performance de la méthode
Spécificité des anticorps - l’anticorps monoclonal est
spécifique de la chaîne γ de l’hémoglobine fœtale F (HbF)
(ref. 12). L’anticorps polyclonal reconnaît spécifiquement
l’anhydrase carbonique.
Corrélation avec la méthode indirecte: kit Fetal Cell
Count™ kit (IQP-370)
Cette méthode représente une amélioration significative de
la méthode indirecte précédemment proposée, utilisant des
réactifs secondaires (IQP-370). L’évaluation du test à
démontré des performances équivalentes pour les deux
méthodes ; la méthode directe (IQP-379) présente
cependant une limite de détection améliorée de 0,014%
(100.000 cellules, 3 SD). Le coefficient de corrélation (r2)
pour les deux méthodes est > 0,99.
Linéarité - L’analyse de mélanges artificiels d’érythrocytes
contenant de 0.00 à 5.00% de cellules de cordons (v/v) a
montré une très forte corrélation (r=0,999) avec les
valeurs théoriques attendues, pour des comptages de
100.000 cellules.
Spécificité du test – Les échantillons de donneurs de
sang utilisés comme témoins n’ont présenté aucune cellule
dans le quadrant UL (zone des cellules HbF+, CA-). Ces
résultats démontrent que les échantillons d’une population
témoin ne contiennent pas d’éléments susceptibles
d’interférer avec l’analyse spécifique des érythrocytes
fœtaux.
Limite de détection – La limite de détection de la
méthode est basée sur l’analyse de mélanges artificiels. Elle
a été déterminée à 0,014% par comptage de 100.000
cellules. Elle est améliorée par un comptage d’un nombre
plus important de cellules.
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quantification of fetal red blood cells in maternal blood
by a dual-color flow cytometric method: evaluation of
the Fetal Cell Count kit. Transfusion, 47:7, 1281 –
1289.
19. Leers MP, Pelikan HM, Salemans TH, Giordano PC,
Scharnhorst V. Discriminating fetomaternal hemorrhage
from maternal HbF-containing erythrocytes by dualparameter flow cytometry. Eur J Obstet Gynecol Reprod
Biol. 2006 Jul 24.
Tableau des Symboles
I
Consulter les instructions d’utilisation
[REF]
Référence du catalogue
s
Suffisant pour
[IVD]
Dispositif médical de diagnostic in vitro
!
Attention voir notice d’instructions
K
Ne pas exposer aux rayons (solaires)
D
Risques biologiques
t
Limites de température (°C)
[RUO]
Pour la recherche uniquement
[LOT]
Code du lot
e
Utiliser jusque
M
Fabricant
[EC_|REP]
Mandataire dans la Communauté
européenne
|
Conformité Européenne
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pays de la Communauté Européenne. Dans les autres pays,
il sera utilisé comme produit de recherche et libellé « for
research use only ».
M
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1999 relatif à la bonne exécution des analyses de biologie
médicale.
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