Hologic Aptima GC Assay, Panther; Aptima GC Assay, Tigris; Aptima GC Assay, DTS Mode d'emploi

Aptima
™
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
™
Pour diagnostic in vitro.
Réservé à l’exportation américaine.
Renseignements généraux . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Usage prévu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Résumé et explication du test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Principes de la procédure . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
Avertissements et précautions . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
Conditions de conservation et de manipulation des réactifs . . . . . . . . . . . . . . 8
Prélèvement et conservation des échantillons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9
Interprétation du test — CQ/Résultats patients . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
Limites . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
Résultats des études cliniques . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
Valeurs attendues pour les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44
Performance clinique avec les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
Performance analytique des DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 61
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System . . . . 65
Performance analytique du Tigris DTS System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68
Performance analytique du Panther System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72
Bibliographie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
DTS™ Systems
Tigris™ DTS™ System
DTS Systems ...................................................................11
Tigris DTS System ..........................................................24
Réactifs et matériel fournis ........................................... 11
Réactifs et matériel fournis ...........................................24
Matériel requis mais disponible séparément ................12
Matériel requis mais disponible séparément ................25
Matériel facultatif ..........................................................13
Matériel facultatif ..........................................................26
Procédure de test à l’aide des DTS Systems ...............14
Procédure de test pour le Tigris DTS System ..............26
Remarques concernant la procédure ...........................20
Remarques concernant la procédure ...........................29
Panther™ System
Panther System ...............................................................31
Réactifs et matériel fournis ...........................................31
Matériel requis mais disponible séparément ................32
Matériel facultatif ..........................................................33
Procédure de test pour le Panther System ...................33
Remarques concernant la procédure ...........................36
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
Renseignements généraux
™
Renseignements généraux
Usage prévu
Le test Aptima™ pour Chlamydia trachomatis (CT) est un test par sonde d’acide nucléique
pour l’amplification de cible qui utilise la capture de cible pour la détection qualitative in vitro
de l’ARN ribosomique (ARNr) de Chlamydia trachomatis (CT) afin de faciliter le diagnostic
des infections urogénitales à la chlamydia au moyen du Tigris DTS System ou du Panther
System, ou en utilisant des DTS Systems semi-automatiques, comme indiqué. Ce test peut
être utilisé pour analyser les échantillons suivants provenant d’individus symptomatiques :
échantillons endocervicaux ou vaginaux féminins et échantillons urétraux masculins collectés
par un clinicien à l’aide d’un écouvillon; échantillons d’urine féminins et masculins. Ce test
peut également être utilisé pour analyser les échantillons suivants provenant d’individus
asymptomatiques : échantillons endocervicaux ou vaginaux féminins et échantillons urétraux
masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon1; échantillons d’urine féminins et
masculins. Ce test est aussi prévu pour être utilisé avec les tests d’échantillons gynécologiques
de patientes symptomatiques ou asymptomatiques. Ces échantillons cervicaux collectés dans
les flacons de la solution PreservCyt™ peuvent être testés avant ou après le traitement du
frottis (Test Pap). Seuls les échantillons traités avec le système ThinPrep™ 2000 peuvent
être testés après le frottis (Test Pap).
1
Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option de dépistage
chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué. La trousse de prélèvement
d’échantillons sur écouvillon multitests Aptima® n’est pas destinée à une utilisation à domicile.
Résumé et explication du test
Les infections à Chlamydia trachomatis sont l’une des infections sexuellement transmissibles
les plus fréquentes au monde. Rien qu’aux États-Unis, on estime que 1 808 703 cas
d’infections à CT (553 cas pour 100 000 habitants) ont été signalés aux Centers for Disease
Control (Centres de contrôle et de prévention des maladies) en 2019 (5).
Les Chlamydiae sont des bactéries intracellulaires strictes, non motiles et gram-négatives.
L’espèce CT se compose de quinze sérotypes (A, B, Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et
L3) susceptibles de provoquer des maladies chez l’homme (28). Les sérotypes D à K constituent
la principale cause d’infections génitales à chlamydia chez l’homme et la femme (20).
C. trachomatis peut provoquer des urétrites, des épididymites, des rectites, des cervicites,
des salpingites aiguës et des atteintes inflammatoires pelviennes (AIP) non gonococciques
(3, 13, 22, 23). Les infections à C. trachomatis sont souvent asymptomatiques chez l’homme
et la femme. Les enfants nés de mères infectées présentent un risque sensiblement plus
élevé de conjonctivites à inclusions et de pneumonies à chlamydia (1, 10, 21).
Traditionnellement, plusieurs méthodes de détection de CT ont été utilisées en laboratoire
clinique, notamment la culture de cellules, l’épreuve d’immunofluorescence directe et
l’épreuve immunoenzymatique. Parmi les méthodologies les plus récentes de détection de
CT figurent les tests de sonde d’ADN directs ainsi que les tests d’amplification de l’acide
nucléique (TAAN). Auparavant, la culture de cellules était considérée comme la « norme de
référence » pour la détection de CT. Bien que la méthode par culture soit particulièrement
précise, de récentes publications scientifiques ont démontré que les TAAN offrent une
sensibilité clinique supérieure aux cultures (2, 8, 14, 24). En raison de sa sensibilité clinique
plus faible et d’une performance variable d’un laboratoire à l’autre, la culture a été remplacée
dans de nombreux laboratoires par les tests de sonde d’ADN directs et les TAAN.
La première génération de TAAN pour CT présentait des problèmes techniques qui en ont
limité la performance. Ces problèmes étaient notamment liés à la difficulté de traitement des
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Renseignements généraux
échantillons et à leur inhibition pouvant introduire des résultats faussement négatifs (6, 12,
15, 19, 25, 27). Le test Aptima CT est un TAAN de deuxième génération qui utilise les
technologies de capture de cible, d’amplification par transcription (« Transcription-Mediated
Amplification » ou TMA™), ainsi que le test de protection de l’hybridation (« Hybridization
Protection Assay ou « HPA ») pour simplifier le traitement des échantillons, amplifier l’ARNr
cible et détecter l’amplicon, respectivement. Des études récentes comparant la performance
et l’inhibition des échantillons avec divers systèmes d’amplification ont démontré les
avantages de la capture de cible, de la TMA et du HPA (7, 11).
Conformément aux directives de dépistage de Chlamydia trachomatis et de Neisseria
gonorrhoeae publiées en 2002, les CDC recommandent un certain nombre d’options de suivi
après un test de dépistage positif « si l’on peut s’attendre à une valeur prédictive positive
faible ou si un résultat faussement positif risque d’entraîner de sérieuses répercussions
psychosociales ou légales » (4). L’une de ces options de tests supplémentaires peut consister
à utiliser un test d’amplification de l’acide nucléique autorisé par la FDA qui ciblerait une
autre séquence d’acide nucléique que celle du test initial. Le test Aptima CT cible des
séquences d’acides nucléiques différentes de celles ciblées par les autres tests TAAN pour
C. trachomatis, y compris le test Aptima Combo 2™.
Principes de la procédure
Le test Aptima CT associe les technologies de la capture de cible, de la TMA et du HPA.
Les échantillons sont collectés et transférés dans leurs tubes de transport d’échantillon
respectifs. La solution de transport de ces tubes libère la cible ARNr et l’empêche de se
détériorer pendant la période de conservation. Lorsque le test Aptima CT est réalisé en
laboratoire, la molécule ARNr cible est isolée des échantillons à l’aide d’un oligomère de
capture par le biais de la méthode dite de « capture de cible » qui fait appel à des
microparticules magnétiques. L’oligomère de capture contient une séquence complémentaire
à une région précise de la molécule cible, de même qu’une chaîne de résidus de
déoxyadénosine. Lors de l’étape d’hybridation, la région spécifique de la séquence de
l’oligomère de capture se fixe sur une région précise de la molécule cible. Le complexe
oligomère de capture/cible est ensuite capturé hors de la solution par la réduction de la
température de la réaction à température ambiante. Cette réduction de température permet à
l’hybridation de se produire entre la région désoxyadénosine de l’oligomère de capture et les
molécules de poly-désoxythimidine liées par covalence aux particules magnétiques. Les
microparticules, y compris la molécule cible capturée auxquelles elles sont liées, sont attirées
sur la paroi du tube de réaction par des aimants, et le surnageant est aspiré. Les particules
sont lavées afin d’éliminer la matrice résiduelle de l’échantillon qui peut contenir des
inhibiteurs de la réaction d’amplification. Une fois les étapes de capture de cible terminées,
les échantillons sont prêts à l’amplification.
Les tests d’amplification de cible reposent sur la capacité des amorces d’oligonucléotides
complémentaires de s’hybrider spécifiquement et de permettre l’amplification enzymatique
des brins de l’acide nucléique cible. La réaction TMA de Hologic réplique une région
spécifique de l’ARNr 16S de CT via des formes intermédiaires d’ADN. On utilise un seul jeu
d’amorces pour la molécule cible. La détection des séquences du produit de l’amplification
de l’ARNr (amplicon) s’effectue par l’hybridation de l’acide nucléique. Une sonde d’ADN
chimiluminescente monocaténaire, qui est complémentaire à une région de l’amplicon cible,
est marquée avec une molécule d’ester d’acridinium. La sonde d’ADN marquée se combine
à l’amplicon pour former des hybrides ARN:ADN stables. Le réactif de sélection différencie la
sonde hybridée de celle qui ne l’est pas, éliminant ainsi la génération de signal par la sonde
non hybridée. Lors de l’étape de détection, la lumière émise par les hybrides ARN:ADN
marqués est mesurée en signaux de photons dans un luminomètre et exprimée en unités
relatives de lumière (RLU).
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Renseignements généraux
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Avertissements et précautions
A. Pour diagnostic in vitro.
B. Destiné à un usage professionnel.
C. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual).
D. Afin de réduire le risque d’obtention de résultats invalides, lire attentivement l’ensemble
de la notice et le Manuel de l’opérateur du Panther/Panther Fusion System avant de
réaliser le test.
E. Cette procédure ne doit être réalisée que par du personnel dûment formé à l’utilisation du
test Aptima CT et à la manipulation de produits potentiellement infectieux. En cas de
déversement, désinfecter immédiatement en suivant les procédures appropriées de
l’établissement.
F. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le Panther System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Panther/Panther Fusion System (Panther System Operator’s Manual).
Recommandations concernant les laboratoires
G. N’utiliser que le matériel de laboratoire jetable fourni ou recommandé.
H. Appliquer les précautions de laboratoire habituelles. Ne pas manger, boire ou fumer dans
les zones de travail signalées. Porter des gants jetables sans poudre, des lunettes de
protection et une blouse de laboratoire pour manipuler les échantillons et les réactifs du
kit. Bien se laver les mains après avoir manipulé les échantillons et les réactifs de la
trousse.
I.
Avertissement : substances irritantes et corrosives : Éviter tout contact d’Auto
Detect 2 avec la peau, les yeux et les muqueuses. Si ce liquide entre en contact avec la
peau ou les yeux, les laver à l’eau. Si ce liquide est déversé, le diluer avec de l’eau
avant de l’essuyer.
J. Les plans de travail, les pipettes et le matériel utilisé doivent être régulièrement décontaminés
à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M).
K. Jeter tout le matériel ayant été en contact avec des échantillons ou des réactifs
conformément à la réglementation nationale, internationale et régionale.
L. Utiliser les bonnes pratiques normalisées pour les laboratoires de biologie moléculaire, y
compris la surveillance de l’environnement. Consulter les Remarques concernant la
procédure pour obtenir des suggestions sur le protocole de contrôle de la contamination
en laboratoire à utiliser pour le Panther System.
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
M. Il est fortement recommandé de réserver un espace de travail spécifique au test HPA
pour minimiser la contamination par l’amplicon lors du test. Cet espace de travail devrait
être éloigné du lieu de préparation du réactif, de capture de cible et d’amplification.
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Renseignements généraux
N. Pour éviter la contamination des différentes zones du laboratoire par l’amplicon, le sens
de travail du laboratoire devrait être unidirectionnel : de la préparation des réactifs vers le
HPA. Les échantillons, le matériel et les réactifs ne doivent pas être ramenés là où une
étape précédente a été effectuée. De la même manière, le personnel ne devra pas
retourner dans les zones de travail des étapes précédentes sans tenir compte des
précautions adéquates pour éviter toute contamination.
Recommandations concernant les échantillons
O. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement des échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
des échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons d’urine masculins et féminins.
La qualité des résultats du test effectué avec des échantillons autres que ceux spécifiés
sous Prélèvement et conservation des échantillons n’a pas été évaluée.
P. Les dates de péremption figurant sur les kits de collecte concernent le site de collecte, et non
l’établissement effectuant les tests. Les échantillons collectés avant la date de péremption du
kit de collecte, puis transportés et conservés conformément à la notice du test, sont valides
pour être testés même si la date de péremption du tube de prélèvement est dépassée.
Q. La solution PreservCyt a été validée comme milieu de remplacement pour les analyses
effectuées avec le test Aptima CT. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
traités avec le processeur ThinPrep 3000 ou d’autres instruments n’ont pas été évalués
pour la détection de Chlamydia trachomatis au moyen du test Aptima CT.
R. Une fois l’urine versée dans le tube de transport d’urine, le niveau de liquide de ce tube
doit se situer entre les deux lignes indicatrices noires sur l’étiquette du tube. Dans le cas
contraire, l’échantillon doit être rejeté.
S. Observer des conditions de conservation adéquates pendant le transport des échantillons
pour préserver leur intégrité. La stabilité des échantillons dans des conditions de
transport autres que celles recommandées n’a pas été évaluée.
T. Les échantillons peuvent être infectieux. Respecter les précautions universelles lors de la
réalisation de ce test. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de
manipulation et d’élimination des déchets adéquates. Seul le personnel ayant reçu une
formation adéquate pour manipuler des substances infectieuses devrait être autorisé à
effectuer cette procédure de diagnostic.
U. Éviter toute contamination croisée lors des étapes de manipulation des échantillons. Les
échantillons peuvent contenir des taux d’organismes très importants. Veiller à éviter tout
contact entre les différents récipients d’échantillons et à ne pas passer au-dessus d’un
récipient ouvert au moment de jeter du matériel usagé. Changer de gants en cas de
contact avec l’échantillon.
V. Si le laboratoire reçoit un tube de transport d’échantillons sur écouvillon ne contenant pas
d’écouvillon ou contenant deux écouvillons, un écouvillon de nettoyage ou un écouvillon
non fourni par Hologic, l’échantillon doit être rejeté. Avant de rejeter un tube de transport
d’échantillons ne contenant pas d’écouvillon, vérifier qu’il ne s’agit pas d’un tube de transfert
d’échantillons Aptima®, étant donné que ce type de tube ne contient pas d’écouvillon
W. Dans le cas des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, effectuer leur collecte
conformément aux instructions du fabricant. Les aliquotes qui ont été retirées ultérieurement
du flacon de solution PreservCyt pour être analysées au moyen du test Aptima CT
doivent être traitées en utilisant uniquement le kit de transfert d’échantillons Aptima®.
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Renseignements généraux
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X. Si le bouchon d’un tube de transport Aptima venait à être perforé, le liquide pourrait
s’écouler sous certaines conditions. Suivre les instructions de la Procédure de test
appropriée afin d’éviter cette situation.
Recommandations concernant les tests
Y. Les performances du test Aptima CT n’ont pas été évaluées chez les adolescents de
moins de 14 ans.
Z. Ne pas utiliser ce kit après la date de péremption.
AA.Tenir fermés et conserver les réactifs aux températures indiquées. La performance du test
peut être affectée par l’utilisation de réactifs mal conservés. Pour plus de renseignements,
voir « Conditions de conservation et de manipulation des réactifs » (Conditions de
conservation et de manipulation des réactifs) et « Procédure de test sur le Panther
System » (Procédure de test pour le Panther System).
AB.Ne pas combiner des réactifs de test ou des liquides de test sans consignes spécifiques.
Ne pas rajouter de réactif ou de liquide dans les flacons. Le Panther System vérifie le
niveau des réactifs.
AC.Éviter la contamination des réactifs par des microbes et des ribonucléases.
AD.Ne pas échanger, mélanger ni combiner les réactifs de test des kits portant différents
numéros de lot de référence. Il est possible d’utiliser les contrôles et les solutions
provenant de kits Aptima portant différents numéros de lot.
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
AE.Des embouts de pipette munis de filtres hydrophobes doivent être utilisés. Au moins deux
pipeteurs à répétition doivent être dédiés à une utilisation pour ce test : un premier pour
les étapes de capture de cible et d’amplification, et un deuxième pour les étapes du HPA.
Deux micro-pipeteurs doivent être réservés à une utilisation pour ce test : un premier pour
le transfert des échantillons et un deuxième pour la préparation des réactifs. Tous les
pipeteurs doivent être régulièrement nettoyés conformément aux instructions indiquées
sous Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques concernant la procédure.
AF. Si des pipeteurs à répétition sont utilisés pour ajouter des réactifs, ne pas toucher le tube
avec l’embout de la pipette afin d’éviter toute contamination d’un tube à l’autre.
AG.Un mélange adéquat est nécessaire pour obtenir des résultats de test précis. Pour de
plus amples détails, consulter Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques
concernant la procédure.
AH.Réserver des bains-marie distincts aux étapes de capture de cible, d’amplification et du
HPA lors du test.
AI. La reproductibilité du test a été établie en utilisant un milieu de transport d’écouvillons
(STM) enrichi avec de l’ARNr. La reproductibilité lors des tests d’échantillons sur
écouvillon et urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée.
AJ. Les cartes de protection doivent être jetées dans le récipient à déchets immédiatement
après avoir été retirées des tubes réactionnels. Des cartes de protection neuves doivent
toujours être utilisées; elles ne doivent jamais être réutilisées d’une étape à l’autre. Les
cartes de protection doivent être fermement apposées sur le dessus de tous les tubes de
réaction.
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Renseignements généraux
AK.Pour obtenir des informations sur les mentions de danger et de mise en garde pouvant
être associées aux réactifs, consulter la FDS dans la bibliothèque de fiches de données
de sécurité, disponible à l’adresse www.hologicsds.com. Pour plus d’informations sur les
symboles, consulter la légende des symboles à la page www.hologicsds.com/packageinserts.
Renseignements canadiens sur les dangers
Tampon pour solution de désactivation
Hydroxyde de sodium à 1-5 %
Hypochlorite de sodium à < 1 %
AVERTISSEMENT
H315 – Provoque une irritation cutanée
H319 – Provoque une sévère irritation des yeux
P264 – Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 – Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
Huile Aptima
Polydiméthylsiloxane à 95 – 100 %
AVERTISSEMENT
H315 – Provoque une irritation cutanée
H319 – Provoque une sévère irritation des yeux
P264 – Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 – Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
Réactif de sélection
Acide borique à 1-5 %
AVERTISSEMENT
H315 – Provoque une irritation cutanée
P264 – Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 – Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
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Renseignements généraux
™
Conditions de conservation et de manipulation des réactifs
A. Le tableau suivant présente les conditions de conservation et de stabilité pour les réactifs
et les contrôles
Trousse ouverte (reconstituée)
Conservation avant
ouverture
Conservation
Stabilité
Réactif d’amplification
2 °C à 8 °C
S.O.
S.O.
Réactif enzymatique
2 °C à 8 °C
S.O.
S.O.
Réactif-sonde
2 °C à 8 °C
S.O.
S.O.
Réactif
Réactif de capture de cible B
2 °C à 8 °C
S.O.
S.O.
Solution de reconstitution d’amplification
2 °C à 30 °C
2 °C à 8 °C
60 jours
Solution de reconstitution enzymatique
2 °C à 30 °C
2 °C à 8 °C
60 jours
Solution de reconstitution de sonde
2 °C à 30 °C
2 °C à 8 °C
60 jours
Réactif de sélection
2 °C à 30 °C
2 °C à 30 °C
S.O.
Réactif de capture de cible
15 °C à 30 °C
15 °C à 30 °C
60 jours
Contrôle positif CT/
contrôle négatif GC
2 °C à 8 °C
S.O.
Flacon à dose unique
Contrôle positif GC/
contrôle négatif CT
2 °C à 8 °C
S.O.
Flacon à dose unique
B. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 15 °C et 30 °C
(température ambiante) :
Réactif de capture de cible
Solution de lavage
Tampon pour solution de désactivation
Réactif huileux
C. Le réactif de capture de cible actif (wTCR) est stable pendant 60 jours lorsqu’il est
conservé entre 15 °C et 30 °C. Ne pas réfrigérer.
D. Après reconstitution, le réactif enzymatique, le réactif d’amplification et le réactif- sonde
sont stables pendant 60 jours lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C.
E. Jeter tous les réactifs reconstitués inutilisés et le réactif wTCR après 60 jours ou après la
date de préemption du lot principal, selon la première éventualité.
F. Les contrôles sont stables jusqu’à la date indiquée sur les flacons.
G. Éviter toute contamination croisée pendant la manipulation et la conservation des réactifs.
Reboucher tous les réactifs reconstitués avec des bouchons neufs à chaque fois avant
de les conserver.
H. Si des réactifs de 100 bouteilles de tests sont conservés en restant intégrés dans le
Tigris DTS System, leur stabilité intégrée ne dépassera pas 96 heures.
I.
Les réactifs chargés dans le Panther System sont stables pendant 72 heures une fois
chargés.
J. Le réactif-sonde et le réactif-sonde reconstitué sont photosensibles. Conserver les réactifs
à l’abri de la lumière.
K. Lorsqu’ils parviennent à température ambiante, certains tubes de solution contrôle peuvent
être troubles ou contenir des précipités. La turbidité ou la précipitation associée à ces
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Renseignements généraux
contrôles n’a aucune influence sur leur rendement. Les contrôles peuvent être utilisés
peu importe qu’ils soient limpides ou troubles/précipités. Si l’on souhaite travailler avec
des contrôles limpides, il est possible d’accélérer la solubilisation en les incubant aux
valeurs maximales de la plage de température ambiante (15 °C à 30 °C).
L. Ne pas congeler les réactifs.
Prélèvement et conservation des échantillons
Remarque : Manipuler tous les spécimens comme s’ils contenaient des agents
potentiellement infectieux. Utiliser les précautions universelles.
Remarque : Veiller à éviter toute contamination croisée pendant les étapes de manipulation
des échantillons. Par exemple, éliminer le matériel usé sans passer au-dessus des tubes
ouverts.
Le test Aptima CT est conçu pour détecter la présence de CT dans les échantillons
endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins sur écouvillon collectés par un clinicien, dans
les échantillons vaginaux sur écouvillon collectés par la patiente, dans les échantillons
d’urine féminins et masculins et dans les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Le rendement du test sur des échantillons autres que ceux collectés à l’aide des kits de
collecte d’échantillons suivants n’a pas été évalué :
• Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitests Aptima
• Kit de collecte d’urine Aptima pour échantillons d’urine masculins et féminins
• Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons
endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon
• Kit de transfert d’échantillons Aptima (à utiliser avec les échantillons gynécologiques
collectés dans la solution PreservCyt)
A. Instructions de collecte
Consulter la notice du test correspondant au kit de collecte d’échantillons utilisé pour les
instructions concernant le prélèvement.
B. Transport et conservation des échantillons avant le test
1. Échantillons sur écouvillon
a. Une fois le prélèvement effectué, transporter et conserver l’écouvillon dans le tube
de transport d’échantillons à une température comprise entre 2 et 30 °C jusqu’à
ce qu’il soit testé. Les échantillons doivent être testés avec le test Aptima CT
dans les 60 jours suivant leur collecte.
b. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler les échantillons
urogénitaux dans le tube de transport des échantillons sur écouvillon entre –20 °C
et –70 °C dans les sept jours qui suivent la collecte, afin de permettre la
réalisation du test jusqu’à 12 mois après la collecte (consulter la section Études
de la stabilité des échantillons).
2. Échantillons d’urine
a. Maintenir l’échantillon d’urine à une température comprise entre 2 °C et 30 °C
après le prélèvement, et le transférer dans le tube de transport d’échantillons
d’urine Aptima dans les 24 heures suivant le prélèvement. Le ransporter au
laboratoire dans le récipient de collecte primaire ou dans le tube de transport à
une température comprise entre 2 °C et 30 °C. Le conserver à une température
comprise entre 2 et 30 °C et tester les échantillons d’urine traités avec le test
Aptima CT dans les 30 jours suivant la collecte.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Renseignements généraux
™
b. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler les échantillons d’urine
dans le tube de transport d’échantillons d’urine Aptima dans les sept jours qui
suivent la collecte entre –20 °C et –70 °C afin de permettre la réalisation du test
jusqu’à 12 mois après la collecte (consulter la section Études de la stabilité des
échantillons).
3. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
a. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt destinés aux tests CT
doivent être traités, en ce qui concerne la cytologie, et/ou transférés dans un tube
de transfert d’échantillon Aptima dans les 30 jours qui suivent leur collecte lorsqu’ils
sont conservés entre 2 °C et 30 °C (consulter la section Études de la stabilité des
échantillons).
b. Si la procédure de retrait d’aliquote ThinPrep est utilisée, consulter le Manuel de
l’utilisateur du processeur ThinPrep—Addendum pour obtenir des instructions sur
la procédure de retrait d’aliquote. Transférer 1 mL de l’aliquote collectée dans un
tube de transfert d’échantillon Aptima conformément à la notice du kit de transfert
d’échantillons Aptima.
c. Si l’échantillon est testé après analyse sur le processeur ThinPrep, traiter
l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt conformément au Manuel de
l’utilisateur du processeur ThinPrep et à la notice du kit de transfert d’échantillons
Aptima. Transférer 1 mL du liquide restant dans le flacon de solution PreservCyt
dans un tube de transfert d’échantillon Aptima conformément à la notice du kit de
transfert d’échantillons Aptima.
d. Une fois que le frottis en milieu liquide PreservCyt a été transféré dans le tube de
transfert d’échantillons Aptima, l’échantillon doit être testé avec le test Aptima CT
dans les 30 jours s’il est conservé entre 2 °C et 8 °C ou dans les 14 jours s’il est
conservé entre 15 °C et 30 °C. Si une durée de conservation plus longue est
nécessaire, le congeler dans les 7 jours suivant le transfert dans le tube de
transfert d’échantillons Aptima à une température comprise entre –20 °C et –70 °C
afin de permettre la réalisation du test jusqu’à 12 mois après la collecte (consulter
la section Études de la stabilité des échantillons).
C. Conservation des échantillons après les tests
1. Les échantillons qui ont été testés doivent être rangés dans un portoir en position
verticale.
2. Les tubes de transport d’échantillons doivent être recouverts d’une nouvelle pellicule
de film plastique ou d’aluminium propre.
3. Si certains des échantillons testés doivent être congelés ou envoyés, retirer les
bouchons pénétrables et placer de nouveaux bouchons non pénétrables ou pénétrables
sur les tubes de transport d’échantillons. Si les échantillons doivent être expédiés
dans un autre établissement pour y être testés, les températures recommandées
doivent être maintenues. Avant de déboucher et de reboucher les échantillons testés
au préalable, centrifuger les tubes de transport d’échantillons pendant 5 minutes à
420 FRC (Force relative centrifuge) pour amener tous les liquides au bas du tube.
Éviter les éclaboussures et la contamination croisée.
Remarque : Les échantillons doivent être envoyés conformément aux réglementations
nationales et internationales applicables relatives au transport.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
DTS Systems
DTS Systems
Les réactifs pour le test Aptima CT sont énumérés ci-dessous pour les DTS Systems. Les
symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de tests Aptima pour Chlamydia trachomatis, 100 tests (2 boîtes) (Nº de référence 301088)
Boîte réfrigérée pour test Aptima pour Chlamydia trachomatis (boîte 1 sur 2)
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique
Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde
Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de
détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,35 mL
PCT/NGC
Contrôle positif CT/contrôle négatif GC
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
3 x 1,7 mL
PGC/NCT
Contrôle positif GC/contrôle négatif CT
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
3 x 1,7 mL
*Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque
organisme.
La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de conservation)
(À conserver entre 2 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution d’amplification
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 9,3 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 3,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 12,4 mL
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
DTS Systems
™
La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de conservation) (suite)
(À conserver entre 2 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
S
Composant
Quantité
Réactif de sélection
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 31 mL
Collets de reconstitution
3
Cartes de protection
1 paquet
Boîte à température ambiante non réfrigérée pour test Aptima pour Chlamydia trachomatis
(boîte 2 sur 2) (à conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
TCR
Réactif de capture de cible
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 22 mL
W
Solution de lavage
Solution tamponnée de HEPES à 10 mM contenant < 2 % de détergent.
1 x 402 mL
DF
Tampon pour solution de désactivation
Solution tamponnée de bicarbonate à 800 mM.
1 x 402 mL
O
Réactif huileux
Huile de silicone.
1 x 24,6 mL
Matériel requis mais disponible séparément
Remarque : Le matériel disponible auprès de Hologic est indiqué par des références catalogue, sauf
indication contraire.
Nº de réf.
Luminomètre Leader™ HC+
104747-01
Système de capture de cible (Target Capture System, TCS) Hologic
104555
Incubateurs et vortexeurs :
—
2 vortexeurs multi-tubes
3 bain-maries circulateurs
(62 °C ± 1 °C, 42 °C ± 1 °C, 62 °C ± 1 °C)
3 séparateurs pour bain-marie
102160G
104586
2 bains à chaleur sèche/vortexeurs SB100™
Des bains SB100 supplémentaires peuvent être nécessaires
si le volume de tests augmente
105524
104627
OU
Kit Auto Detect Aptima
301048
2 pipeteurs à répétition Repeater
MME-02362
2 pipeteurs, 1 000 µL RAININ PR1000
901715
Pipeteur eppendorf, 20 µL à 200 µL
105726
Embouts pour pipeteur à répétition, 2,5 mL
21-381-329 (Fisher)
Embouts pour pipeteur à répétition, 5,0 mL
21-381-330 (Fisher)
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
DTS Systems
Nº de réf.
Embouts pour pipeteur à répétition, 25,0 mL
21-381-115 (Fisher)
Embouts, style P1000
105049
embout de diamètre spécial vendu uniquement par Hologic
Embouts de pipette de 20 µL à 200 µL
705512 (Fisher)
Unités de dix tubes (Ten Tube Units, TTU)
TU0022
Cassette de dix embouts (Ten Tip Cassettes, TTC)
104578
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour
301041
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons d’urine
masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima
105575
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima
PRD-03546
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
Kit de transfert d’échantillons Aptima — imprimable
PRD-05110
Solution étalon SysCheck
301078
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 8,25 % —
(0,7 M à 1,16 M)
Récipients standard pour la collecte d’urine, sans conservateurs
—
Récipient en plastique à grand couvercle
—
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Matériel facultatif
Nº de réf.
Kit de contrôles Aptima
301110
Solutions Aptima
302002C
Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et réactif
huileux Aptima
302101
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Embouts, 1 000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
TECAN Freedom EVO 100/4
900932
Platine Aptima Combo 2 pour DTS Systems 800 Platine
Réservoir à réactif (quart de module de 40 mL)
Réservoir à réactif divisé en deux (quart de module de 19 mL x 2)
105200G
104765
104763
Agitateur pour tubes
—
Chiffons non pelucheux
—
Protecteurs de paillasse à envers plastifié
—
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
DTS Systems
™
Procédure de test à l’aide des DTS Systems
A. Préparation du matériel
1. Préparer un premier bain-marie à 62 °C ± 1 °C (pour la capture de cible et l’hybridation
des amorces), un second bain-marie à 42 °C ± 1 °C (pour l’amplification), et un
troisième à 62 °C ± 1 °C (pour le test HPA). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur
SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du
bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (fiche d’application SB100).
2. Avant d’entreprendre le test, nettoyer les plans de travail et les pipeteurs à l’aide
d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M).
Laisser la solution d’hypochlorite de sodium entrer en contact avec les plans et les
pipeteurs pendant au moins une minute, puis rincer avec de l’eau désionisée. Ne pas
laisser sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse
sur laquelle le test sera effectué avec des protecteurs de paillasse de laboratoire
absorbantes, propres et avec un envers plastifié.
3. Placer un nombre suffisant de cassettes de dix embouts dans le système de capture
de cible (Target Capture System, TCS). Vérifier que la bouteille de solution de lavage
du TCS est remplie de solution de lavage et que la rampe d’aspiration est branchée
sur la pompe à vide. (Se référer au Manuel de l’utilisateur du système de capture de
cible [Target Capture System Operator’s Manual]).
B. Reconstitution des réactifs
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre le
transfert des échantillons.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde,
combiner les bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les
solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à
température ambiante avant de les utiliser.
a. Mettre la solution de reconstitution appropriée avec le réactif lyophilisé. Les
étiquettes ont différents codes de couleur afin de pouvoir les associer correctement.
b. Ouvrir le flacon en verre de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité à
encoche du collier de reconstitution dans l’ouverture du flacon en verre (Figure 1,
Étape 1).
c. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et déposer le
bouchon sur un plan de travail propre et couvert.
d. Tout en maintenant la bouteille de solution de reconstitution fermement en
position sur le banc, insérer fermement l’autre extrémité du collier dans l’ouverture
du flacon de solution de reconstitution (Figure 1, Étape 2).
e. Inverser lentement l’assemblage bouteille/flacon. Laisser la solution s’écouler de
la bouteille de solution de reconstitution dans le flacon (Figure1, Étape 3).
f.
Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 1, Étape 4).
g. Attendre que le réactif lyophilisé se mêle à la solution, puis retourner à nouveau
l’assemblage bouteille/flacon en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la
formation de mousse (Figure 1, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la
bouteille de solution de reconstitution.
h. Retirer le collet de reconstitution de la bouteille (Figure 1, Étape 6).
i.
Reboucher la bouteille de solution de reconstitution. Inscrir les initiales de
l’opérateur et la date de reconstitution sur l’étiquette (Figure 1, Étape 7).
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
DTS Systems
j.
Jeter le collier et le flacon de reconstitution (Figure 1, Étape 8).
Figure 1. Processus de reconstitution pour les DTS Systems
2. Les réactifs-sonde, d’amplification et enzymatiques précédemment reconstitués doivent
parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le début du test de
dépistage. Si le réactif-sonde contient un précipité qui ne se remet pas en solution à
température ambiante, le chauffer à 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape
de chauffage, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel.
Après la remise en suspension, mélanger doucement par retournement en veillant à
ne pas former de mousse.
Remarque : Ces retournements devraient être effectués chaque fois qu’un précipité se
forme dans la solution, que ce soit par chauffage à 62 °C ou par réchauffement à
température ambiante.
3. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR)
a. Transférer 20 mL de TCR CT dans un récipient propre et sec de la taille
appropriée et réservé à cet effet.
b. À l’aide d’un micro-pipeteur, ajouter 200 µL de TCR-B au TCR.
c. Faire tournoyer la solution pour bien la mélanger.
d. Mettre une étiquette sur ce récipient. Noter les initiales de l’utilisateur, la date de
préparation et les deux numéros de lot.
Remarque : Pour un petit nombre de réactions (échantillons et contrôles), utiliser la
formule suivante pour calculer les volumes de TCR et TCR-B :
Volume du TCR (mL) = (nombre de réactions + 5 réactions supplémentaires) x 0,1 mL
Volume du TCR-B (mL) = Volume du TCR (mL)/100
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
DTS Systems
™
C. Capture de cible
Le pipeteur à répétition utilisé pour la capture de cible et l’amplification doit être réservé
à ces étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions pour de plus amples
renseignements.
Installation des portoirs
1. Laisser les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas passer au vortex les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube d’échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Vérifier les tubes d’échantillon avant de les perforer :
a. Si un tube d’échantillon contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et
le bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube d’échantillon présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube d’échantillon d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un
tube trop rempli.
d. Si un tube d’échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C
pendant 5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement
qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a–c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
5. Si des échantillons munis de bouchons standard (non pénétrables) sont testés, ils
doivent être centrifugés pendant 5 minutes à 420 FCR (force centrifuge relative) pour
que la totalité du liquide s’écoule au fond du tube avant de les déboucher. Éviter les
éclaboussures et la contamination croisée.
6. Placer un nombre suffisant d’unités de dix tubes (Ten Tube Unit, TTU) pour les
contrôles et les échantillons dans le portoir pour unités de dix tubes (TTU).
7. Si l’on souhaite établir une liste de travail, en créer une à ce moment-là. Pour créer
une liste de travail, consulter le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima
(Aptima Assay Software Operator’s Manual).
8. Bien mélanger la solution de wTCR. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 100 μL dans
chaque tube de réaction.
9. Le premier tube de réaction du test doit contenir le contrôle négatif et le
second tube de réaction doit contenir le contrôle positif.
a. L’étiquette du contrôle négatif du test Aptima CT est bleu-vert. Le texte de l’étiquette
désigne le contrôle négatif comme suit : « CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT
NCT ». L’étiquette du contrôle positif du test Aptima CT est rose. Le texte de
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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™
DTS Systems
l’étiquette désigne le contrôle positif comme suit : « CONTROL + CT PCT/
CONTROL – GC NGC ».
b. Tenir le tube de contrôle négatif (tube avec étiquette bleu-vert) d’une main ou le
laisser dans un portoir. À l’aide d’un micro-pipeteur, perforer le bouchon en veillant
à ne pas enfoncer l’embout au fond du tube. Ajouter 400 µL de contrôle négatif
(tube avec étiquette bleu-vert) au premier tube de réaction. En procédant de la
même manière et à l’aide d’un nouvel embout de pipette, ajouter 400 μL de
contrôle positif (tube avec étiquette rose) au second tube de réaction.
10. Continuer la préparation du portoir en ajoutant 400 µL à chaque échantillon dans les
tubes de réaction restants. Utiliser un nouvel embout de pipette pour chaque échantillon
et chaque contrôle. Le volume d’échantillon ou de contrôle pouvant être ajouté à un
tube de réaction est de 400 µL ± 100 µL. Voir Remarques concernant la procédure,
Pipetage des contrôles et des échantillons pour de plus amples informations.
Capture de cible
L’utilisation du système de capture de cible (Target Capture System) Hologic est décrite
dans le Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System
Operator’s Manual). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/
Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du SB100.
11. Couvrir les TTU de cartes de protection et agiter délicatement le portoir manuellement.
Ne pas passer au vortex. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie
pendant 30 ± 5 minutes.
12. Retirer le portoir du bain-marie et sécher le fond des tubes sur un matériau absorbant.
13. Vérifier que les cartes de protection sont fermement positionnées. Au besoin, les
remplacer par de nouvelles cartes de protection et fermer hermétiquement les TTU.
14. Passer au vortex le portoir pendant 60 secondes sur le vortexeur multi-tubes. Consulter
les Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples
détails. Commencer l’agitation au vortex du portoir dans les 2 minutes qui suivent son
retrait du bain-marie.
15. Sans retirer les cartes de protection, incuber le portoir à température ambiante pendant
30 ± 5 minutes.
16. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
17. Amorcer la conduite de la pompe du poste de distribution en pompant la solution de
lavage Aptima dans la rampe de distribution. Pomper une quantité suffisante de
liquide dans le système afin qu’il ne reste aucune bulle d’air dans la tubulure et que
les dix têtes distribuent un flux régulier de liquide.
18. Mettre la pompe à vide en marche et débrancher la rampe d’aspiration du premier
connecteur situé entre la rampe d’aspiration et la bouteille piège. S’assurer que la jauge
de vide satisfait les spécifications du test de fuite.2 Il est possible que 15 secondes
soient nécessaires pour obtenir une lecture. Rebrancher la rampe d’aspiration et vérifier
que la jauge de dépression soit conforme à la spécification du niveau de dépression.
Ne pas éteindre la pompe à vide avant que toutes les étapes de la capture de cible
soient terminées et que la tubulure de la rampe d’aspiration soit sèche.
19. Fixer fermement la rampe d’aspiration au premier jeu d’embouts. Aspirer tout le liquide
en abaissant les embouts dans la première TTU jusqu’à ce qu’ils touchent brièvement
le fond des tubes. Ne pas maintenir les embouts en contact avec le fond des tubes.
2 Consulter la Fiche des spécifications de dépression du système de capture située au verso du Manuel
de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System Operator’s Manual) ou communiquer
avec le Service technique.
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20. Une fois l’aspiration terminée, éjecter les embouts dans leur TTC d’origine.
Recommencer les étapes d’aspiration pour les TTU restantes en utilisant un embout
dédié par échantillon.
21. Placer la rampe de distribution sur chaque TTU et, à l’aide de la pompe du poste de
distribution, verser 1,0 mL de solution de lavage dans chacun des tubes de la TTU.
22. Couvrir les tubes d’une carte de protection et retirer le portoir de la base magnétique
du TCS. Passer au vortex le portoir une fois sur le vortexeur multi-tubes. Consulter les
Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples détails.
23. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
24. Aspirer tout le liquide comme aux Étapes 19 et 20.
25. Après l’aspiration finale, retirer le portoir de la base magnétique du TCS et inspecter
visuellement les tubes pour vérifier que le liquide a été totalement aspiré et que tous
les tubes contiennent un culot de particules magnétiques. S’il reste visiblement du
liquide, remettre le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 2 minutes et
refaire l’aspiration pour cette TTU en utilisant les mêmes embouts que ceux utilisés
précédemment avec chaque échantillon.
Remarque : Si un culot de particules magnétiques est visible une fois l’aspiration terminée,
le tube peut être accepté. Si aucun culot n’est visible, l’échantillon doit être testé à nouveau.
Si le même échantillon ne contient pas de culot de particules magnétiques à cette étape
lors d’une série ultérieure, cela peut indiquer un problème lié à l’échantillon. Il est alors
recommandé d’effectuer une nouvelle collecte de l’échantillon.
D. Amplification
Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé,
consulter la fiche d’application du SB100.
1. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 75 µL de réactif d’amplification reconstitué
dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels du portoir devraient
maintenant avoir une teinte rouge.
2. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 200 µL de réactif huileux dans chaque tube
de réaction.
3. Couvrir les tubes d’une carte de protection et les passer au vortex sur le vortexeur
multi-tubes.
4. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 10 ± 5 minutes.
5. Transférer le portoir dans un bain-marie à 42 °C ± 1 °C et incuber pendant 5 ± 2 minutes.
6. Une fois le portoir dans le bain-marie, retirer soigneusement la carte de protection et,
à l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 25 µL du réactif enzymatique reconstitué
dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant
avoir une teinte orange.
7. Couvrir immédiatement les tubes d’une nouvelle carte de protection, retirer le portoir
du bain-marie et mélanger les tubes de réaction en agitant délicatement le portoir
manuellement.
8. Incuber le portoir à 42 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 60 ± 15 minutes.
E. Test de protection de l’hybridation (« Hybridization Protection Assay » ou « HPA »)
Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé,
consulter la fiche d’application du SB100.
Le pipeteur à répétition utilisé pour l’hybridation et la sélection doit être réservé à ces
étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions.
1. Hybridation
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DTS Systems
a. Retirer le portoir du bain-marie et le transférer dans la zone de test HPA. À l’aide
du pipeteur à répétition, ajouter 100 µL du réactif d’amplification CT reconstitué
dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient
maintenant avoir une teinte jaune.
b. Couvrir les tubes d’une carte de protection et passer au vortex le portoir sur le
vortexeur multi-tubes.
c. Faire incuber le portoir dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 20 ± 5 minutes.
d. Retirer le portoir du bain-marie et le laisser incuber à température ambiante
pendant 5 ± 1 minutes.
2. Sélection
a. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 250 µL de réactif de sélection dans
chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant
avoir une teinte rouge.
b. Couvrir les tubes avec une carte de protection, passer au vortex le portoir
pendant 10 secondes ou jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme, puis l’incuber le
dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 10 ± 1 minutes.
c. Retirer le portoir du bain-marie.
3. Détection
La détection doit être effectuée entre 18 °C et 28 °C.
a. Faire incuber le portoir entre 18 °C et 28 °C pendant 15 ± 3 minutes.
Remarque : Cette plage de température est indispensable pour le rendement du test.
b. Pour utiliser le luminomètre Leader HC+ et le logiciel de test Aptima, consulter le
Manuel de l’utilisateur du luminomètre Leader HC+ ainsi que le Manuel de
l’utilisateur du logiciel de test Aptima.
c. Vérifier que les volumes d’Auto Detect 1 et d’Auto Detect 2 sont suffisants pour
procéder aux tests.
d. Préparer le luminomètre Leader HC+ en plaçant une TTU vide dans la position de
cassette numéro 1 et effectuer le protocole Wash (lavage).
e. Charger les TTU dans le luminomètre.
f.
Se connecter à l’ordinateur. Cliquer sur New Run (nouvelle série), choisir le
protocole de test Aptima CT et entrer le nombre de tubes (contrôles et
échantillons). Cliquer sur Next (suivant) pour commencer la série.
Remarque : La série doit être complétée dans les 2 heures qui suivent la fin de l’incubation
de l’étape de sélection.
g. Préparer une solution de désactivation en mélangeant un volume équivalent
d’hypochlorite de sodium dosé de 5 % à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) et de tampon
pour solution de désactivation dans un récipient en plastique à grand couvercle.
Mettre une étiquette et inscrire la date de péremption sur le récipient en plastique.
La solution de désactivation est stable pendant 4 semaines à température
ambiante. Jeter la solution de désactivation une fois les 4 semaines écoulées ou
après avoir désactivé 100 échantillons traités (si cela survient avant).
h. Après avoir retiré les TTU utilisées du luminomètre, les placer dans le récipient de
solution de désactivation. Laisser les TTU dans le récipient pendant 15 minutes
avant de les jeter. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes
de manipulation et d’élimination des déchets adéquates.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
DTS Systems
™
Remarques concernant la procédure
A. Contrôles
Pour utiliser le logiciel de test Aptima comme il se doit, le contrôle négatif pour CT, dont
le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT NCT », doit être
placé dans la première position de la première TTU. Le contrôle positif pour CT, dont le
texte de l’étiquette indique « CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC », doit être
placé dans la seconde position de la première TTU. S’ils sont placés dans la mauvaise
position, la série échouera. Tout contrôle supplémentaire doit être entré en tant
qu’échantillon de patient et l’utilisateur doit veiller à ce qu’il soit acceptable. Le contrôle
positif pour GC sert de contrôle négatif pour le test Aptima CT.
B. Pipetage des contrôles et des échantillons
Le volume de contrôle ou d’échantillon ajouté au tube de réaction doit être de 400 µL
± 100 µL. Il est recommandé d’inspecter visuellement le volume pipeté dans le tube de
réaction pour veiller à ce que le volume transféré soit adéquat. Le volume de contrôle ou
d’échantillon doit être adéquat pour obtenir des résultats précis. Si le volume pipeté est
incorrect, pipeter à nouveau la solution wTCR CT ainsi que le contrôle ou l’échantillon
dans un nouveau tube de réaction.
C. Réactifs
La solution de reconstitution de sonde peut précipiter pendant la conservation. Si tel est
le cas, chauffer la solution de reconstitution de sonde à 62 °C pendant 1 à 2 minutes.
Après cette étape, la solution de reconstitution de sonde peut être utilisée, même s’il
reste un précipité résiduel. Après la remise en suspension, mélanger délicatement le
flacon par retournement en veillant à ne pas former de mousse.
D. Température
1. Les étapes de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection
dépendent de la température. Il est donc impératif que les bains-marie soient
maintenus dans des plages de température précises.
2. La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
3. Les étapes de détection du test doivent être effectuées entre 18 °C et 28 °C.
E. Durée
Les réactions de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection sont
toutes fonction du temps écoulé. Respecter les durées indiquées dans la Procédure de
test à l’aide des DTS Systems.
F. Agitation au vortex
La qualité de l’agitation au vortex est importante pour assurer la bonne performance du
test Aptima CT. Si l’agitation au vortex est effectuée de manière adéquate, la suspension
tourne à une vitesse capable de faire monter la solution dans la moitié supérieure du
tube. Cette manipulation (agitation au vortex) est maintenue pendant une durée précise.
Pour passer au vortex des réactions, régler la vitesse du vortexeur multi-tubes sur le
réglage le plus bas, fixer solidement le portoir en place et mettre le vortexeur en marche.
Augmenter lentement la vitesse jusqu’à ce que le liquide atteigne la moitié supérieure du
tube. Passer au vortex pendant 10 secondes, la durée recommandée, ou jusqu’à
l’obtention d’une teinte uniforme. Ensuite, tourner la vitesse sur le réglage le plus bas
avant d’éteindre le vortexeur (mélangeur à tourbillon multi-tubes) et de retirer le portoir.
Les mélanges réactionnels ne doivent jamais toucher les cartes de protection.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
DTS Systems
G. Bains-marie
1. Le niveau de l’eau dans les bains-marie doit avoir une profondeur de 3,8 cm à 5 cm
(1,5 po à 2,0 po) depuis le plateau de support métallique (fond du bain-marie) à la
surface de l’eau. Cette précaution permettra d’assurer un transfert de chaleur adéquat.
2. Pour éviter toute contamination croisée, les bains-marie doivent être réservés à une
étape précise du test.
H. Décontamination
1. Surfaces et pipeteurs
Les surfaces des paillasses de laboratoire et les pipeteurs doivent être décontaminés
régulièrement à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 %
(0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces
pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution
d’hypochlorite de sodium. Les solutions à base de chlore peuvent piquer le métal et
le matériel. Rincer soigneusement le matériel à l’eau pour éviter toute piqûre de
corrosion.
2. Rampe d’aspiration du TCS
a. Placer une nouvelle TTC dans le portoir de TTC. Mettre la pompe à vide en marche.
Fixer la rampe d’aspiration aux embouts de la TTC. Aspirer toute la solution de
lavage restant dans la cuve d’amorçage du poste de distribution de solution de
lavage. (Placer la rampe de distribution de façon à ce qu’elle ne gêne pas.)
b. Verser au moins 100 mL de solution d’hypochlorite de sodium dosée de 0,5 % à
0,7 % (0,07 M à 0,1 M) ou, si vous le préférez, dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à
0,5 M) dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute la solution au moyen de la rampe
d’aspiration.
c. Verser au moins 100 mL d’eau désionisée dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute
l’eau au moyen de la rampe d’aspiration.
d. Éjecter les embouts dans leur TTC d’origine.
e. Laisser fonctionner la pompe d’aspiration jusqu’à ce que la tubulure de la rampe
soit sèche pour éviter tout refoulement.
f.
Décontaminer les surfaces de la rampe d’aspiration de la façon décrite sous
Appareil TCS.
3. Récipient à déchets du TCS
Retirer la bouteille à déchets du système de capture de cible (Target Capture System)
une fois par semaine ou lorsqu’elle est rempli à 25 %.
a. Éteindre la pompe à vide et laisser sa pression s’équilibrer.
b. Débrancher les raccords à déconnexion rapide entre la bouteille à déchets et le
flacon de trop-plein, ainsi que la bouteille à déchets et la rampe d’aspiration.
c. Retirer la bouteille à déchets du boîtier de piège à vide.
d. Retirer le bouchon et ajouter avec précaution 400 mL de solution d’hypochlorite
de sodium dosée de 5 % à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) dans la bouteille (ou 1 L si
une bouteille à déchets de 10 L est utilisée).
Remarque : Cette manipulation peut être effectuée sous une hotte pour éviter de
libérer des émanations dans le laboratoire.
e. Reboucher la bouteille à déchets et faire tournoyer délicatement le contenu
jusqu’à l’obtention d’un mélange homogène.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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DTS Systems
Aptima
f.
Laisser la bouteille à déchets reposer pendant 15 minutes, puis jeter le contenu
(déchets).
™
g. Rincer la bouteille à déchets à l’eau pour éliminer tout résidu éventuel.
h. Reboucher la bouteille à déchets vide et la mettre dans le boîtier du piège à vide.
Fixer le raccord à déconnexion rapide sur l’appareil TCS. Jeter avec précaution
les deux gants.
4. Appareil TCS
Essuyer les surfaces de l’appareil TCS, la rampe d’aspiration et la surface des embouts
d’éjection du tampon de lavage avec des serviettes en papier humidifiées à l’aide
d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M).
Faire suivre l’étape de javellisation par un rinçage à l’eau, puis sécher complètement
les surfaces avec des serviettes en papier.
5. Portoirs
Submerger les portoirs dans une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à
3,5 % (0,35 M à 0,5 M) en veillant à ce qu’ils soient recouverts par la solution
d’hypochlorite de sodium. Maintenir les portoirs immergés pendant 10 minutes. Toute
exposition plus longue endommagerait les portoirs. Rincer soigneusement les portoirs
à l’eau et les placer sur un tampon absorbant propre avant de les laisser sécher
parfaitement à l’air libre. Pour prolonger la durée de vie des portoirs, les faire sécher
debout, et non inversés.
I.
Contamination des tests
1. L’introduction de substances contaminantes peut survenir si le protocole de test n’est
pas rigoureusement respecté.
2. Les TTU doivent être décontaminées dans une solution de désactivation de la façon
décrite sous Détection. Ne pas réutiliser les TTU.
3. Effectuer une décontamination régulière du matériel et des surfaces de travail de la
façon décrite sous Remarques concernant la procédure, Décontamination.
4. Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut
entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants
sans poudre.
J. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour les DTS Systems
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de prélèvement de spécimens (écouvillon à tige bleue avec une
impression de couleur verte) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le STM et
procéder à l’écouvillonnage de la zone désignée en effectuant un mouvement circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
DTS Systems
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Répéter les Étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
7. Tester l’écouvillon à l’aide du test Aptima CT selon la Procédure de test à l’aide des
DTS Systems.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT (voir Interprétation du test — CQ/
Résultats patients), la surface peut être contaminée et doit alors être décontaminée avec
la solution d’hypochlorite de sodium selon les recommandations indiquées dans Procédure
de test à l’aide des DTS Systems, Préparation du matériel.
Remarque : Si l’on soupçonne le bain-marie d’être contaminé, il est possible de le tester
en suivant la procédure de test des échantillons d’urine et en ajoutant 2,0 mL d’eau dans
un tube de transport d’échantillons d’urine.
K. Dépannage
1. Des valeurs de contrôle positif faibles peuvent être dues à des températures
incorrectes lors des différentes étapes du test ou à un temps de sélection ayant
dépassé la durée recommandée lors de l’étape de sélection.
2. Des bruits de fond élevés peuvent survenir si le temps de sélection de l’étape de
sélection est écourté, la sélection de température est incorrecte ou en cas de
mélange insuffisant après l’ajout du réactif de sélection.
3. Si le contrôle positif pour GC, dont le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC
PGC/CONTROL – CT NCT », est positif ou équivoque pour CT, voir Remarques
concernant la procédure, Contamination des tests pour plus d’informations.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Tigris DTS System
™
Tigris DTS System
Les réactifs pour le test Aptima CT sont énumérés ci-dessous pour le Tigris DTS System.
Les symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de tests Aptima pour Chlamydia trachomatis, 100 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles) (Nº
de référence 303091)
Boîte réfrigérée pour test Aptima pour Chlamydia trachomatis (boîte 1 sur 2)
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique
Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde
Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de
détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,30 mL
Boîte à température ambiante non réfrigérée pour test Aptima pour Chlamydia trachomatis
(boîte 2 sur 2)
(conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution d’amplification
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 11,9 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 6,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 15,2 mL
S
Réactif de sélection
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 43,0 mL
TCR
Réactif de capture de cible
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 26,0 mL
Collets de reconstitution
3
Fiche des codes à barres du lot de référence
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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1 fiche
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Aptima
™
Tigris DTS System
Kit de contrôles Aptima
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
PCT/NGC
Contrôle positif CT/contrôle négatif GC
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PGC/NCT
Contrôle positif GC/contrôle négatif CT
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
5 x 1,7 mL
*Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque
organisme.
Matériel requis mais disponible séparément
Remarque : les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire.
Nº de réf.
Tigris DTS System
105118
Kit de liquides pour tests Aptima
302382
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de
désactivation et réactif huileux Aptima)
Kit Auto Detect Aptima
301048
Kit de conservateur de liquide système Aptima
302380
Embouts, 1 000 μL, à filtre, conducteurs, à détection de
liquide, et jetables
901121 (10612513 Tecan)
903031 (10612513 Tecan)
MME-04134 (30180117 Tecan)
Tous les produits ne sont pas disponibles dans toutes les régions. Contactez
MME-04128
votre représentant pour obtenir des renseignements spécifiques à
votre région.
Kit pour séries Tigris DTS System contenant
Unités dotées de plusieurs tubes
(Multi-tube Units, MTU)
Kit de sacs pour MTU/embouts usagés
Déflecteurs de déchets pour unités dotées
de plusieurs tubes (MTU)
Couvre-déchets pour unités dotées de
plusieurs tubes (MTU)
301191
104772-02
900907
900931
105523
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de transfert d’échantillons Aptima — imprimable
PRD-05110
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima PRD-03546
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Tigris DTS System
™
Nº de réf.
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe
Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et
urétraux masculins sur écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons 301040
d’urine masculins et féminins
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima
105575
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de
5 % à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M)
—
Eau pour le Tigris DTS System
—
consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS
System Operator’s Manual) pour connaître les spécifications.
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests
—
Solutions de reconstitution de réactifs-sonde,
d’amplification et enzymatiques
CL0041 (100 bouchons)
Réactif TCR et réactif de sélection
501604 (100 bouchons)
Matériel facultatif
Nº de réf.
Kit de contrôles Aptima
301110
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Agitateur pour tubes
—
Chiffons non pelucheux
—
Protecteurs de paillasse à envers plastifié
—
Procédure de test pour le Tigris DTS System
Remarque : Consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System
Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure avec ce système.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront
préparés. Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium
de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au
contact des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser
sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur
laquelle les réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de
laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
™
Tigris DTS System
B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le Tigris DTS System.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde,
combiner les bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les
solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à
température ambiante avant de les utiliser.
a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif lyophilisé ont des étiquettes
de couleur correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour
s’assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrir le flacon en verre de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du
collet de reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon en
verre (Figure 2, Étape 1).
d. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et déposer le
bouchon sur un plan de travail propre et couvert.
e. Tout en maintenant la bouteille de solution de reconstitution fermement en
position sur le banc, insérer fermement l’autre extrémité du collier dans l’ouverture
du flacon de solution de reconstitution (Figure 2, Étape 2).
f.
Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laisser la solution s’écouler
de la bouteille de solution de reconstitution dans le flacon de verre (Figure 2, Étape 3).
g. Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 2, Étape 4).
h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage
flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de
mousse (Figure 2, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille de
solution de reconstitution.
i.
Retirer le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 6).
j.
Reboucher la bouteille de solution de reconstitution. Noter les initiales de
l’utilisateur et la date de reconstitution sur l’étiquette (Figure 2, Étape 7).
k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 8).
Avertissement : Éviter la formation de mousse lors de la reconstitution des réactifs. La
mousse nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Tigris DTS System.
Figure 2. Processus de reconstitution du Tigris DTS System
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Tigris DTS System
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2. Préparer le réactif de capture de cible actif (wTCR)
a. Associer les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées.
b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent.
c. Ouvrir la bouteille de TCR et poser le bouchon sur une surface de travail propre.
d. Retirer le bouchon de la bouteille de TCR-B et verser la totalité du contenu dans
la bouteille de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans la
bouteille de TCR-B.
e. Reboucher la bouteille de TCR et remuer délicatement la solution pour mélanger
le contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape.
f.
Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jeter la bouteille de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond
au numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence.
b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque : Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués
1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement
reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le
début du test.
2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à
température ambiante, chauffer la bouteille bouchée à une température n’excédant
pas 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde
peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Mélanger le réactif-sonde par
retournement en veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le
système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les bouteilles de réactif. Le Tigris DTS
System détecte et rejette les bouteilles dans lesquelles plus de réactif a été ajouté.
D. Manipulation des échantillons
1. Laisser les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas passer au vortex les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube d’échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Tigris DTS System
4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si le tube d’échantillon présente des bulles dans l’espace entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FRC pour les éliminer.
b. Si un tube d’échantillon affiche un volume moindre que celui habituellement
observé lorsque les directrices de prélèvement sont respectées, centrifuger le
tube pendant 5 minutes à 420 FRC pour enlever tout liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube d’échantillon d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un
tube trop rempli.
d. Si un tube d’échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C
pendant 5 minutes. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne
nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a–c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 3 aliquotes distincts de chaque tube
d’échantillon. Les tentatives de pipeter plus de 3 aliquotes du tube d’échantillon peuvent
entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
E. Préparation du système
Configurer le système et la liste de travail selon les instructions du Manuel de l’utilisateur
du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) et de Remarques
concernant la procédure.
Remarques concernant la procédure
A. Contrôles
1. Pour travailler correctement avec le logiciel de test Aptima pour le Tigris DTS System,
des contrôles avant et de fin sont nécessaires. Le Contrôle positif GC/Contrôle négatif
CT doit être placé dans la première position et l’avant dernière position d’une liste de
travail. Le contrôle porte une étiquette bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT NCT ». Le Contrôle positif CT/Contrôle
négatif GC doit être placé dans la seconde position et la dernière position d’une liste
de travail. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC ».
2. Chaque tube de contrôle Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipeter
plus d’une fois à partir du tube peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Tigris DTS System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à
chaque laboratoire.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
Tigris DTS System
™
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de prélèvement de spécimens (écouvillon à tige bleue avec une
impression de couleur verte) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le STM et
procéder à l’écouvillonnage de la zone désignée en effectuant un mouvement circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT, se référer à Interprétation du test —
CQ/Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du contrôle de
la contamination spécifiques au Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual).
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
30
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Panther System
Panther System
Les réactifs pour le test Aptima CT sont énumérés ci-dessous pour le Panther System. Les
symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de tests Aptima pour Chlamydia trachomatis, 100 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles)
(Nº de référence 302925)
Boîte réfrigérée pour test Aptima pour Chlamydia trachomatis (boîte 1 sur 2)
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique
Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde
Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de
détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,30 mL
Boîte à température ambiante non réfrigérée pour test Aptima pour Chlamydia trachomatis
(boîte 2 sur 2)
(conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution d’amplification
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 11,9 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 6,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 15,2 mL
S
Réactif de sélection
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 43,0 mL
TCR
Réactif de capture de cible
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 26,0 mL
Collets de reconstitution
3
Fiche des codes à barres du lot de référence
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
31
1 fiche
502485FC Rév. 006
Aptima
Panther System
™
Kit de contrôles Aptima
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
PCT/NGC
Contrôle positif CT/contrôle négatif GC
5 x 1,7 mL
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
PGC/NCT
5 x 1,7 mL
Contrôle positif GC/contrôle négatif CT
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
*Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque
organisme.
Matériel requis mais disponible séparément
Remarque : les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire.
Nº de réf.
Panther System
303095
Kit de liquides pour tests Aptima
303014 (1 000 tests)
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation
et réactif huileux Aptima)
Kit Auto Detect Aptima
303013 (1 000 tests)
Unités multi-tubes (Multi-Tube units, MTU)
104772-02
Kit de sacs pour déchets Panther
902731
Couvre-déchets Panther
504405
Ou kit pour séries Panther
303096 (5 000 tests)
contient des MTU, des sacs pour déchets, des couvre-déchets, des
liquides pour tests et les solutions Auto Detect
Embouts, 1 000 μL, à filtre, conducteurs, à détection de
liquide, et jetables
901121 (10612513 Tecan)
903031 (10612513 Tecan)
MME-04134 (30180117 Tecan)
Tous les produits ne sont pas disponibles dans toutes les régions. Contactez
votre représentant pour obtenir des renseignements spécifiques à votre MME-04128
région.
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de transfert d’échantillons Aptima — imprimable
PRD-05110
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima PRD-03546
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
Panther System
Nº de réf.
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima 301041
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux
masculins sur écouvillon
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima
105575
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % —
à 8 % (0,7 M à 1,16 M)
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests
—
Solutions de reconstitution de réactifs-sonde,
d’amplification et enzymatiques
CL0041 (100 bouchons)
Réactif TCR et réactif de sélection
501604 (100 bouchons)
Matériel facultatif
Nº de réf.
Kit de contrôles Aptima
301110
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Agitateur pour tubes
—
Chiffons non pelucheux
—
Protecteurs de paillasse à envers plastifié
—
Procédure de test pour le Panther System
Remarque : Consulter le Manuel de l’utilisateur du Panther System (Panther System
Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure du Panther
System.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront
préparés. Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium
de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium en
contact avec les surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer avec de l’eau
désionisée. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la
surface de la paillasse sur laquelle les réactifs et les échantillons seront préparés à
l’aide de protections de laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le Panther System.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
33
502485FC Rév. 006
Aptima
Panther System
™
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactifsonde, combiner les bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si
les solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à
température ambiante avant de les utiliser.
a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif ont des étiquettes de couleur
correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour
s’assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrir le flacon en verre de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du
collet de reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon en
verre (Figure 3, Étape1).
d. Ouvrir la solution de reconstitution correspondante et placer le bouchon sur un
plan de travail propre et couvert.
e. Tout en maintenant la bouteille de la solution fermement en position sur le banc,
insérer fermement l’autre extrémité du collier dans l’ouverture du flacon de
solution de reconstitution (Figure 3, Étape 2).
f.
Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laisser la solution s’écouler
de la bouteille de solution de reconstitution dans le flacon de verre (Figure 3, Étape 3).
g. Faire tournoyer délicatement la solution dans la bouteille pour la mélanger. Évitez
la formation de mousse lorsque vous remuez la bouteille (Figure 3, Étape 4).
h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau
l’assemblage flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la
formation de mousse (Figure 3, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la
bouteille de solution de reconstitution.
i.
Retirer le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, Étape 6).
j.
Reboucher la bouteille en plastique. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 3, Étape 7).
k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, Étape 8).
Avertissement : Éviter la formation de mousse lors de la reconstitution des réactifs. La
mousse nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Panther System.
Figure 3. Processus de reconstitution du Panther System
2. Préparer le réactif de capture de cible actif CT (wTCR)
a. Associer les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
34
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Panther System
b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent.
c. Ouvrir la bouteille de TCR et poser le bouchon sur une surface de travail propre
et couverte.
d. Retirer le bouchon de la bouteille de TCR-B et verser la totalité du contenu dans
la bouteille de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans la
bouteille de TCR-B.
e. Reboucher la bouteille de TCR et remuer délicatement la solution pour mélanger
le contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape.
f.
Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jeter la bouteille de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond
au numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence.
b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque : Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des
réactifs.
C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués
1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement
reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le
début du test.
2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à
température ambiante, chauffer la bouteille bouchée à une température n’excédant
pas 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde
peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Mélanger le réactif-sonde par
retournement en veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le
système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les bouteilles de réactif. Le Panther System
détecte et rejette les bouteilles dans lesquelles plus de réactif a été ajouté.
D. Manipulation des échantillons
1. Laisser les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas passer au vortex les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube d’échantillon répond à un des critères suivants.
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
c. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
Panther System
™
4. Inspecter les tubes d’échantillons avant de les charger dans le portoir.
a. Si un tube d’échantillon contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et
le bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les
bulles.
b. Si le tube d’échantillon présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube d’échantillon d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un
tube trop rempli.
d. Si un tube d’échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C
pendant 5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement
qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a–c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 4 aliquotes distincts de chaque tube
d’échantillon. Les tentatives de pipetage de plus de 4 aliquotes d’un tube d’échantillon
peuvent entraîner des erreurs de traitement.
E. Préparation du système
1. Configurer le système selon les instructions du Manuel de l’utilisateur du Panther
System (Panther System Operator’s Manual) et les Remarques concernant la
procédure. Veiller à ce que des portoirs à réactifs et des adaptateurs TCR de taille
appropriée soient utilisés.
2. Charger les échantillons.
Remarques concernant la procédure
A. Contrôles
1. Une paire de contrôles doit être utilisée pour permettre au logiciel de test Aptima pour
le Panther System de fonctionner correctement. Sur le Panther System, les tubes de
contrôle positif CT/contrôle négatif GC et de contrôle positif GC/contrôle négatif CT
peuvent être placés à n’importe quelle position sur le portoir ou dans n’importe quelle
colonne du compartiment à échantillons. Le pipetage des échantillons des patients
débutera lorsqu’une des deux conditions suivantes aura été remplie :
a. Une paire de contrôles est en cours de traitement par le système.
b. Des résultats valides ont été enregistrés sur le système pour les contrôles.
2. Dès que le pipetage des tubes des contrôles a été réalisé et que ces derniers sont
en cours de traitement pour un kit de réactifs défini, l’analyse d’échantillons du patient
peut se poursuivre pendant 24 heures avec ce même kit de réactifs, sauf si :
a. Les contrôles sont invalides.
b. Le kit de réactifs du test associé est retiré du système.
c. La durée de stabilité du kit de réactifs associé aux contrôles a été dépassée.
3. Chaque tube de contrôle Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de
pipetage répétées (plus d’une fois) à partir d’un même tube peuvent entraîner des
erreurs de traitement.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
™
Panther System
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Panther System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de prélèvement de spécimens (écouvillon à tige bleue avec une
impression de couleur verte) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le STM et
procéder à l’écouvillonnage de la zone désignée en effectuant un mouvement circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT, se référer à Interprétation du test —
CQ/Résultats patients. Pour obtenir des informations supplémentaires relatives à la
surveillance de la contamination spécifique au Panther System, contactez le service de
soutien technique d’Hologic.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
Interprétation du test — CQ/Résultats patients
™
Interprétation du test — CQ/Résultats patients
A. Interprétation des tests
Les résultats des tests sont interprétés automatiquement par le logiciel de test Aptima en
utilisant le protocole CT. Un résultat de test peut être négatif, équivoque, positif ou invalide
tel que déterminé par le nombre total de RLU dans l’étape de détection (voir ci-dessous).
Un résultat de test peut être invalide si l’un des paramètres RLU se situe en dehors des
seuils normalement prévus. Si les premiers résultats de test sont équivoques ou
invalides, le test doit être refait.
Interprétation des tests
Total de RLU (x1 000)
Négatif
0* à < 50
Équivoque
50 à < 100
RLU faiblement positif 1, 2, 3
100 à < 5 000
Positif 1, 2
5 000 à < 12 000
Invalide
0* ou > 12 000
* Un résultat RLU de zéro (0 x 1000) sur le rapport de la série correspond à une valeur comprise entre zéro
et 999 RLU. Les valeurs RLU inférieures à 160 sur les DTS Systems ou à 690 sur le Tigris DTS System ou
le Panther System seront signalées comme étant non valides.
1
Conformément aux directives des CDC, « La réalisation de tests de routine supplémentaires doit être
envisagée chez les personnes dont les tests de dépistage de CT ou GC se sont révélés positifs lorsque les
informations sur le facteur de risque ou les sondages indiquent que la prévalence est faible, donnant lieu à
une PPV plus basse (p. ex., < 90 %) ». Se référer directives des CDC pour de plus amples détails sur les
tests complémentaires et la prise en charge des patients après un test de dépistage positif (4).
2
Se référer au Tableau 3 pour les résultats de la distribution des RLU. La magnitude des RLU n’est pas
indicative de la quantité d’organismes dans l’échantillon.
3
Dans la limite inférieure positive, les données suggèrent d’interpréter ces résultats positifs avec
précaution, sachant qu’il est plus vraisemblable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif.
B. Résultats du contrôle de qualité et acceptabilité
Le contrôle négatif pour CT, dont le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/
CONTROL – CT NCT », et le contrôle positif pour CT, dont le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC », servent de contrôle aux étapes de
capture de cible, d’amplification et de détection de ce test. Selon les recommandations
ou les exigences en vigueur dans votre pays ou auprès des organismes d’accréditation,
des contrôles supplémentaires pour la lyse cellulaire et la stabilisation de l’ARN peuvent
être requis. Le contrôle négatif pour CT, dont le texte de l’étiquette indique « CONTROL
+ GC PGC/CONTROL – CT NCT », contient de l’ARNr de GC non infectieux. Si des
contrôles supplémentaires sont souhaités, ils peuvent être commandés sous forme de kit.
Voir Matériel facultatif. La bonne préparation des échantillons se confirme visuellement
par la présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon, ou par un volume final d’urine situé entre les lignes
indicatrices noires d’un tube de transport d’échantillons d’urine, ou encore par l’absence
d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les échantillons de
frottis en milieu liquide.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
™
Interprétation du test — CQ/Résultats patients
Les contrôles positifs doivent produire les résultats de test suivants :
Contrôle
Total de RLU (x1 000) Résultat de CT
Contrôle positif GC/
contrôle négatif, CT
0* et < 50
Négatif
Contrôle positif CT/
contrôle négatif, GC
≥ 100 et < 12 000
Positif
* Un résultat RLU de zéro (0 x 1 000) sur le rapport de la série correspond à une valeur comprise entre zéro
et 999 RLU. Les valeurs RLU inférieures à 160 sur les DTS Systems ou à 690 sur le Tigris DTS System ou
le Panther System seront signalées comme étant non valides.
1. Le logiciel de test Aptima évalue automatiquement les contrôles selon les critères cidessus et les résultats apparaissent dans le rapport de résultats.
2. Si le Run Status (État de la série) indique FAIL (Échec), tous les résultats des tests
d’une même série sont invalides et ne doivent pas être pris en compte.
3. Chaque laboratoire devra mettre en place des procédures de contrôle appropriées
pour répondre aux exigences des réglementations CLIA.
Remarque : Consulter la section Dépannage, ou appeler le Service technique de Hologic
pour toute assistance avec des contrôles hors normes sur les DTS Systems.
4. L’un des paramètres du Tigris DTS System permet à chaque site de préciser une
fréquence de « série encadrée de contrôles » où des jeux de contrôles supplémentaires
peuvent être placés à des intervalles définis dans la liste de travail. Si ce paramètre
est précisé, le Tigris DTS System exigera de placer un jeu de contrôles après le
nombre défini d’échantillons de la série encadrée de contrôles. Le Tigris DTS System
évalue automatiquement chacun des contrôles de la liste de travail en fonction des
critères ci-dessus et invalide tous les échantillons dans la ou les séries encadrées de
contrôles concernées si les critères de contrôle ne sont pas satisfaits. Consulter le
Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual)
pour de plus amples renseignements.
5. Les contrôles négatifs peuvent se révéler inefficaces pour surveiller la contamination
aléatoire de transfert. Voir Performance analytique du Tigris DTS System pour consulter
les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert avec une valeur
cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la contamination de
transfert sur le Tigris DTS System. Voir Performance analytique du Panther System
pour consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert
avec une valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la
contamination de transfert sur le Panther System.
C. Contrôle de la préparation des échantillons (facultatif)
Le contrôle négatif pour CT, dont le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/
CONTROL – CT NCT », et le contrôle positif pour CT, dont le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC », servent de contrôle aux étapes de
capture de cible, d’amplification et de détection de ce test et doivent être inclus dans
chaque série de tests. Si on le souhaite, des contrôles de la lyse cellulaire et de la
stabilisation de l’ARN peuvent être testés conformément aux recommandations ou
exigences des organismes d’accréditation concernés, ou encore selon les procédures de
laboratoire individuelles. Les échantillons positifs connus peuvent servir de contrôles s’ils
sont préparés et testés avec des échantillons inconnus. Les échantillons utilisés comme
contrôles de la préparation doivent être conservés, manipulés et testés conformément à
la notice de test. Les contrôles de la préparation des échantillons doivent être interprétés
de la même manière que celle recommandée pour les échantillons de patients. Voir
Interprétation du test — CQ/Résultats patients, Résultats des tests de patients.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
Interprétation du test — CQ/Résultats patients
™
D. Résultats des tests de patients
1. Si les contrôles utilisés lors d’une série ne donnent pas les résultats attendus, les
résultats des tests des échantillons des patients faisant partie de la même série ne
doivent pas être validés.
2. Résultats des échantillons sur écouvillon, d’urine et de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Voir Notes ci-dessous.
a. Résultats initiaux
CT Pos*
Positif pour l’ARNr de CT.
CT Nég.
Présumé négatif pour l’ARNr de CT.
CT Équiv.
L’échantillon devra être testé à nouveau.
Invalide
L’échantillon devra être testé à nouveau.
b. Tester à nouveau les résultats
CT Pos*
Positif pour l’ARNr de CT.
CT Nég.
Présumé négatif pour l’ARNr de CT.
CT Équiv.
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
Invalide
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
*Les résultats des échantillons à valeur RLU faiblement positive sont inclus dans cette catégorie. Voir
Interprétation du test — CQ/Résultats patients ci-dessus.
Notes
• Le premier résultat valide et non équivoque pour chaque analyte est celui qui doit être
validé.
• Il est conseillé d’examiner attentivement les données de performance pour interpréter
les résultats du test Aptima CT pour les individus asymptomatiques ou tout individu
venant d’une population à faible prévalence d’infection.
• Un résultat négatif n’exclut pas la présence d’une infection à CT, étant donné que les
résultats peuvent être affectés par la qualité de la collecte des échantillons, l’absence
d’inhibiteurs et une quantité d’ARNr insuffisante pour être détectée. Les résultats des
tests peuvent être influencés par une collecte inadéquate des échantillons, une mauvaise
conservation des échantillons, une erreur technique, une confusion entre échantillons
ou des taux de cible inférieurs au seuil de détection du test.
• Le test d’un échantillon endocervical est recommandé pour les patientes chez qui l’examen
clinique indique une infection à Chlamydia ou gonococcique. Si un échantillon pour
frottis cervical et un échantillon endocervical sur écouvillon sont collectés, l’échantillon
de frottis en milieu liquide PreservCyt doit être collecté avant l’échantillon endocervical
sur écouvillon.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
40
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Limites
Limites
A. L’utilisation de ce test est réservée au personnel ayant été formé à la procédure. Le nonrespect des instructions figurant dans cette notice peut donner lieu à des résultats erronés.
B. Les effets de l’utilisation de tampons hygiéniques ou de toilettes vaginales et des variables
de la collecte des échantillons n’ont pas été évalués pour la détection de CT.
C. La présence de mucus dans les échantillons endocervicaux n’interfère pas avec la
détection de CT par le test Aptima CT. Toutefois, afin d’assurer la collecte des cellules
infectées par CT, les cellules épithéliales cylindriques tapissant la région endocervicale
doivent être échantillonnées. Si l’excès de mucus n’est pas retiré, l’échantillonnage de
ces cellules n’est pas assuré.
D. L’échantillonnage des échantillons d’urine, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu
liquide PreservCyt n’est pas destiné à remplacer les examens cervicaux et les échantillons
endocervicaux dans le diagnostic des infections urogénitales chez la femme. Les patientes
peuvent souffrir d’une cervicite, d’une urétrite, d’une infection urinaire ou d’une infection
vaginale dues à d’autres causes ou à des infections parallèles par d’autres agents.
E. Le test Aptima CT n’est pas prévu pour l’évaluation d’abus sexuels présumés ou à
d’autres fins médico-légales. Pour les patients chez qui des résultats faussement positifs
peuvent avoir un impact psychosocial néfaste, les CDC recommande d’effectuer un
nouveau test avec une autre méthode (4).
F. La fiabilité des résultats dépend de la qualité de la collecte des échantillons. Étant donné
que le système de transport utilisé pour ce test ne permet pas l’évaluation microscopique
de la qualité des échantillons, des techniques de collecte d’échantillons appropriées sont
nécessaires. Consulter la notice du kit de collecte d’échantillons Aptima appropriée.
G. L’échec ou la réussite d’une thérapie ne peut être déterminé par le test Aptima CT étant
donné que les acides nucléiques peuvent persister après une thérapie antimicrobienne
appropriée.
H. Les résultats du test Aptima CT doivent être interprétés en conjonction avec les autres
données de laboratoire et cliniques dont dispose le clinicien.
I.
Un résultat négatif n’exclut pas une éventuelle infection étant donné que les résultats
dépendent de la qualité de la collecte de l’échantillon. Les résultats des tests peuvent
être influencés par une collecte inadéquate des échantillons, une mauvaise conservation
des échantillons, une erreur technique, une confusion entre échantillons ou des taux de
cible inférieurs au seuil de détection du test.
J. Le test de dépistage Aptima CT produit des résultats qualitatifs. Il n’est donc pas possible
d’établir une corrélation entre l’intensité d’un signal de test positif et le nombre
d’organismes dans un échantillon.
K. Concernant les études cliniques des échantillons vaginaux, endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine, les caractéristiques de
performance de la détection de CT proviennent de populations à prévalence d’infections
élevée. Des résultats positifs dans des populations à faible prévalence doivent être
interprétés avec prudence sachant qu’il est plus probable d’obtenir un résultat
faussement positif que vraiment positif.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
41
502485FC Rév. 006
Aptima
Limites
™
L. Concernant les études cliniques des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
la performance du test Aptima CT dans la détection de CT provient essentiellement de
populations à faible prévalence d’infections. Néanmoins, des résultats positifs dans des
populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence sachant qu’il est
plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif.
M. Le rendement du kit de transfert d’échantillons Aptima n’a pas été évalué pour tester le
même échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt avant et après le traitement du
frottis avec le système ThinPrep.
N. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt traités avec des instruments
autres que le processeur ThinPrep 2000 n’ont pas été évalués pour être utilisés avec les
tests Aptima.
O. Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option
de dépistage chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué.
P. L’utilisation d’échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal est
limitée aux milieux cliniques où des conseils ou un soutien sont offerts pour expliquer les
procédures et précautions d’emploi.
Q. Le test Aptima CT n’a pas été validé pour être utilisé avec des échantillons collectés par
la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal à domicile.
R. Les performances du test Aptima CT n’ont pas été évaluées chez les adolescents de
moins de 14 ans.
S. Le rendement du Tigris DTS System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à
2 240 mètres (7 355 pieds). Des vérifications volumétriques ainsi que des études
spécifiques au test supplémentaires seront effectuées avant le processus d’installation et
d’acceptation ou dans le cadre de ce processus, pour les laboratoires situés à une
altitude supérieure à 2 240 mètres (7 355 pieds).
T. Le rendement du Panther System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à
2 000 mètres (6 561 pieds).
U. Il ne semble pas y avoir de dégradation des acides nucléiques dans la solution PreservCyt.
Si un échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt présente une faible quantité de
matériel cellulaire de CT, il peut se produire une distribution irrégulière de ce matériel
cellulaire. De même, lorsqu’on le compare à l’échantillonnage direct avec le STM Aptima,
le volume additionnel de la solution PreservCyt donne une dilution plus importante du
matériel échantillonné. Ces facteurs peuvent influencer la capacité à détecter une petite
quantité d’organismes dans le matériel collecté. Si les résultats négatifs de l’échantillon
ne correspondent pas à l’impression clinique, il pourrait être nécessaire d’utiliser un
nouvel échantillon.
V. Les clients doivent valider indépendamment un processus de transfert LIS.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
42
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Résultats des études cliniques
Résultats des études cliniques
Les caractéristiques de performance du test Aptima CT ont été établies au cours de deux
études cliniques multicentriques réalisées en Amérique du Nord. Deux études ont été
menées dans le cadre de la première investigation clinique. Tout d’abord, l’étude des
échantillons cliniques a établi la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du test
Aptima CT en utilisant des échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins
collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon, des échantillons collectés par la patiente à
l’aide d’un écouvillon vaginal et des échantillons d’urine masculins et féminins. La deuxième
étude dans le cadre de la première investigation clinique a évalué la précision du test Aptima
CT lorsque celui-ci est réalisé conformément aux directives du NCCLS (16). La seconde
investigation clinique a établi la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du test
Aptima CT en utilisant la solution PreservCyt (composant du système ThinPrep 2000). Les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été également évalués pour leur
précision en laboratoire avec le test Aptima CT.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
43
502485FC Rév. 006
Aptima
Valeurs attendues pour les DTS Systems
™
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Prévalence
La prévalence d’infections à CT dans les populations de patients dépend des facteurs de
risque tels que l’âge, le sexe, la présence de symptômes, le type de clinique et la méthode
de test. Un résumé de la prévalence d’infections à CT, par type d’échantillon et obtenue avec
le test Aptima CT, est présenté dans les Tableaux 1a et 1b pour les deux investigations
cliniques multicentriques, par site clinique et de manière globale.
Tableau 1a : Prévalence de C. trachomatis par site clinique et de manière globale d’après les résultats du test
Aptima CT
% (nbre positifs/nbre testés)
Site
MS
MU
FS
FU
PVS
CVS
1
27,0
(68/252)
25,0
(63/252)
16,5
(38/230)
17,0
(39/229)
19,2
(42/219)
19,1
(44/230)
2
27,7
(98/354)
26,6
(94/354)
35,0
(70/200)
26,5
(53/200)
30,8
(61/198)
33,0
(66/200)
3
25,0
(1/4)
25,0
(1/4)
11,4
(13/114)
8,8
(10/113)
10,8
(12/111)
11,5
(13/113)
4
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
11,6
(31/267)
8,1
(22/271)
9,3
(25/268)
12,2
(33/270)
5
8,0
(16/200)
8,0
(16/200)
9,0
(18/199)
7,5
(15/199)
8,0
(16/199)
10,1
(20/199)
6
22,7
(69/304)
20,0
(61/305)
14,3
(42/294)
13,2
(39/295)
15,2
(44/290)
16,2
(48/296)
7
5,8
(12/207)
6,3
(13/207)
7,8
(8/102)
9,8
(10/102)
12,7
(13/102)
8,8
(9/102)
8
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
8,2
(4/49)
6,1
(3/49)
12,5
(6/48)
7,8
(4/51)
18,8
(248/1322)
16,2
(237/1461)
Tous 20,0 (264/1321)
15,4 (224/1455)
13,1 (191/1458)
15,3 (219/1435)
MS = écouvillon urétral masculin; MU = urine masculine; FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine;
PVS = écouvillon vaginal collecté par la patiente; CVS = écouvillon vaginal collecté par un clinicien.
Tableau 1b : Prévalence de C. trachomatis par site clinique et
de manière globale d’après les résultats du test Aptima CT en
utilisant les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Site
% (nbre positifs/nbre testés)
1
17,0
(17/100)
2
3,2
(4/124)
3
7,4
(35/475)
4
4,2
(12/287)
5
5,4
(16/297)
6
5,5
(20/364)
Tous
6,3
(104/1 647)
Valeurs prédictives positives et négatives des taux de prévalence hypothétiques en
Amérique du Nord
Les valeurs prédictives positives et négatives (VPP et VPN) estimées pour les différents taux
de prévalence hypothétiques en utilisant le test Aptima CT sont indiquées dans le Tableau 2.
Ces calculs sont basés sur les taux de prévalence hypothétiques et de la sensibilité et la
spécificité générales calculées d’après l’état d’infection des patients dans trois investigations
cliniques multicentriques. La sensibilité et la spécificité générales pour CT étaient respectivement
de 96,7 % et 96,8 % (Tableau 2). Les VPP et VPN réelles pour les échantillons endocervicaux,
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
44
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Valeurs attendues pour les DTS Systems
vaginaux et urétraux masculins collectés par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon, les
échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal, et les échantillons
d’urine masculins et féminins sont indiquées dans le Tableau 6 pour chaque site clinique et
de manière globale. Les VPP et VPN réelles pour les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt sont indiquées dans le Tableau 6a.
Tableau 2 : Valeurs prédictives positive et négative pour des taux hypothétiques de prévalence
Taux de prévalence
hypothétique (%)
Sensibilité (%)
Spécificité (%)
Valeur prédictive
positive (%)
Valeur prédictive
négative (%)
1
96,7
96,8
23,5
100,0
2
96,7
96,8
38,3
99,9
5
96,7
96,8
61,6
99,8
10
96,7
96,8
77,2
99,6
15
96,7
96,8
84,3
99,4
20
96,7
96,8
88,4
99,2
25
96,7
96,8
91,0
98,9
30
96,7
96,8
92,9
98,6
Distribution des RLU pour le test Aptima CT
La Figure 4 montre la distribution des RLU pour le test Aptima CT pour tous les types
d’échantillon de l’étude clinique à l’exception des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt. Le Tableau 3 résume la distribution des RLU pour la totalité des résultats positifs
et la totalité des résultats négatifs, de même que les résultats faussement positifs et
faussement négatifs concernant l’état d’infection des patients pour chaque type d’échantillon,
à l’exception des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Parmi certains types
d’échantillons, on note une tendance vers une proportion croissante de résultats vraiment
positifs lorsque les valeurs RLU augmentent.
Figure 4. Fréquence de la distribution des RLU pour le test Aptima CT
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
45
502485FC Rév. 006
Aptima
Valeurs attendues pour les DTS Systems
™
Tableau 3 : Distribution des RLU pour le test Aptima CT
RLU (x 1 000)
0 < 10
10 < 20 20 < 30 30 < 40 40 < 50 50 < 100
100
1 000
2 000
3 000
4 000
5 000
> 6 000
< 1 000 < 2 000 < 3 000 < 4 000 < 5 000 < 6 000
Total de
résultats
positifs
0
50
22
14
16
18
92
1035
Total de
résultats
faussement
positifs
0
43
17
7
11
10
25
126
CVS
0
18
4
1
4
4
6
28
PVS
0
7
5
2
1
2
2
6
FS
0
9
2
3
2
2
5
26
MS
0
3
4
0
1
0
3
32
FU
0
5
2
0
1
0
6
12
MU
0
1
0
1
2
2
3
22
Total de
résultats
négatifs
6293
48
10
8
6
0
Total de
résultats
faussement
négatifs
31
1
0
1
0
0
CVS
4
0
0
1
0
0
PVS
1
0
0
0
0
0
FS
3
0
0
0
0
0
MS
4
1
0
0
0
0
FU
10
0
0
0
0
0
MU
9
0
0
0
0
0
CVS = écouvillon vaginal collecté par un clinicien; PVS = écouvillon vaginal collecté par la patiente (patientes asymptomatiques);
FS = écouvillon endocervical féminin; MS = écouvillon urétral masculin; FU = urine féminine; MU = urine masculine;
RLU = unité relative de lumière.
La colonne grisée indique la zone équivoque.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
46
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Performance clinique avec les DTS Systems
Consulter Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System après le
chapitre Performance analytique des DTS Systems pour connaître le rendement clinique
spécifique au Tigris DTS System.
Étude clinique des échantillons — endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins
sur écouvillon, vaginaux sur écouvillon et d’urine
Des échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à
l’aide d’un écouvillon, des échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon
vaginal et des échantillons d’urine masculins et féminins ont été collectés auprès de
2 787 sujets masculins et féminins symptomatiques et asymptomatiques se rendant chez des
gynécologues/obstétriciens, des cliniques de traitement des infections transmissibles
sexuellement (ITS), ainsi que des centres pour adolescents et de planning familial dans huit
sites cliniques géographiquement diversifiés en Amérique du Nord. Les sujets ont été
classés comme symptomatiques s’ils ont fait état d’écoulements, de dysuries, de douleurs
pelviennes et d’autres symptômes de cet ordre. Les sujets ont été classés asymptomatiques
s’ils n’ont fait état d’aucun symptôme. Sur les 1 392 sujets asymptomatiques participant à
l’étude, 2 étaient âgés de moins de 16 ans, 237 étaient âgés entre 16 et 20 ans, 423 étaient
âgés entre 21 et 25 ans et 730 étaient âgés de plus de 25 ans. Sur les 1 395 sujets
symptomatiques participant à l’étude, 211 étaient âgés entre 16 et 20 ans, 494 étaient âgés
entre 21 et 25 ans et 690 étaient âgés de plus de 25 ans.
Trois échantillons ont été prélevés auprès de chacun des 1 322 sujets masculins éligibles.
Cinq échantillons ont été prélevés auprès de chacun des 1 465 sujets féminins éligibles.
Chez les sujets masculins, deux écouvillons urétraux aléatoires ont été collectés, suivis d’un
échantillon d’urine. Chez les sujets féminins, un échantillon d’urine a été collecté suivi par un
échantillon collecté par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal, un échantillon collecté par
un clinicien à l’aide d’un écouvillon vaginal et deux échantillons endocervicaux aléatoires sur
écouvillon. Les résultats CT du test Aptima CT et du test Aptima Combo 2 ont été générés
pour les deux écouvillons vaginaux, un écouvillon endocervical, un écouvillon urétral et une
aliquote d’urine masculine et féminine. Les écouvillons endocervicaux et urétraux masculins
ainsi que l’aliquote d’urine masculine et féminine restants ont été testés en utilisant un autre
test par TAAN disponible dans le commerce. Les échantillons endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon et les échantillons d’urine masculins et féminins testés avec le test
Aptima Combo 2 ainsi que l’autre test par TAAN disponible dans le commerce ont été utilisés
comme test par TAAN de référence pour déterminer l’état d’infection de chaque sujet.
L’analyse des échantillons a été effectuée soit sur le site d’inscription des sujets, soit dans
un site d’analyse externe.
Tous les calculs de performance ont été basés sur le nombre total des résultats obtenus
pour les échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, ainsi que les
échantillons d’urine masculins et féminins du test Aptima CT comparés à un algorithme de
l’état d’infection des patients pour chaque sexe. Dans l’algorithme, la désignation d’un sujet
comme étant infecté ou non infecté par CT était basée sur les résultats des échantillons
endocervicaux sur écouvillon ou d’urine du test Aptima Combo 2 offert sur le marché ainsi
que de l’autre test par TAAN disponible dans le commerce. Les sujets étaient considérés
infectés par CT si deux des quatre échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine
étaient positifs avec le test Aptima Combo 2 et l’autre test par TAAN de référence (un
échantillon testant positif dans chaque test par TAAN). Les sujets étaient considérés non
infectés si moins de deux résultats de TAAN de référence étaient positifs.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
47
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
Au total, 8 406 résultats de tests Aptima CT ont été utilisés pour calculer la sensibilité et la
spécificité. La sensibilité et la spécificité à CT par sexe, type d’échantillon et état des
symptômes sont présentées dans le Tableau 4. Le Tableau 6 indique la sensibilité, la
spécificité et les valeurs prédictives du test Aptima CT selon l’état d’infection des patients
pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Les tableaux 7a–7d résument le nombre de
résultats des sujets symptomatiques et asymptomatiques désignés comme infectés ou non
infectés par CT selon l’algorithme de l’état d’infection des patients.
Sur les 2 787 sujets inscrits, 13 d’entre eux avaient un état d’infection par CT inconnu. Les
sujets ont été désignés comme ayant un état d’infection inconnu si des résultats incomplets
empêchaient de déterminer de manière concluante leur état d’infection. Les résultats obtenus
auprès de ces sujets n’ont été inclus dans aucun des calculs de performance. Sur les 8 452
résultats de test Aptima CT de l’étude clinique multicentriques, un faible pourcentage (8, 0,09 %)
d’échantillons a été initialement testé comme invalide pour CT. Après répétition des tests, il
ne restait aucun résultat équivoque ou invalide.
Tableau 4 : Sensibilité et spécificité du test Aptima CT comparées à l’état d’infection des patients en fonction
des symptômes et de manière globale
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
État des
symptômes
N
TP
FP
TN
FN
Symptomatique
576
131
23a
418
4
97,0
(92,6–99,2)
94,8
(92,3–96,7)
Écouvillon Asymptomatique
745
90
20b
634
1
98,9
(94,0–100)
96,9
(95,3–98,1)
Tous
1 321
221
43
1 052
5
97,8
(94,9–99,3)
96,1
(94,7–97,1)
Symptomatique
576
127
14d
427
8
94,1
(88,7–97,4)
96,8
(94,7–98,3)
Asymptomatique
746
90
17
638
1
98,9
(94,0–100)
97,4
(95,9–98,5)
Tous
1 322
217
31f
1 065
9
96,0
(92,6–98,2)
97,2
(96,0–98,1)
Symptomatique
807
114
28g
664
1
99,1
(95,3–100)
96,0
(94,2–97,3)
Écouvillon Asymptomatique
636
59
h
22
553
2
96,7
(88,7–99,6)
96,2
(94,3–97,6)
Tous
1 443
173
50i
1217
3
98,3
(95,1–99,6)
96,1
(94,8–97,1)
Symptomatique
809
107
13j
682
7
93,9
(87,8–97,5)
98,1
(96,8–99,0)
Asymptomatique
639
58
13k
565
3
95,1
(86,3–99,0)
97,8
(96,2–98,8)
Tous
1 448
165
26l
1247
10
94,3
(89,7–97,2)
98,0
(97,0–98,7)
Collecté Écouvillon
Asymptomatique
par patient vaginal
629
60
25m
543
1
98,4
(91,2–100)
95,6
(93,6–97,1)
Symptomatique
811
111
33n
663
4
96,5
(91,3–99,0)
95,3
(93,4–96,7)
Collecté Écouvillon
Asymptomatique
par clinicien vaginal
638
60
32
545
1
98,4
(91,2–99,0)
94,5
(92,3–96,2)
1 449
171
65p
1 208
5
97,2
(93,5–99,1)
94,9
(93,5–96,0)
Échantillon
c
Homme
Urine
e
Femme
Urine
Tous
o
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif; IC = intervalle de confiance.
Résultats pour CT avec le test Aptima Combo 2 : nbre de résultats positifs/nbre d’échantillons testés a9/23; b14/20; c23/43; d6/14;
e
6/17; f12/31; g14/28; h11/22; i25/50; j7/13; k5/13; l12/26; m15/25; n17/33; o15/32; p32/65.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
48
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Étude clinique des échantillons — de frottis en milieu liquide PreservCyt
Une étude clinique prospective multicentrique a été effectuée pour évaluer l’utilisation de la
solution PreservCyt (un composant du système ThinPrep 2000) comme milieu de remplacement
pour les échantillons gynécologiques dans la détection de CT par le test Aptima CT. Mille six
cent quarante-sept (1 647) sujets féminins symptomatiques et asymptomatiques se rendant
chez des gynécologues/obstétriciens, des centres de planification familiale, des dispensaires,
et des cliniques pour femmes et pour ITS, ont été évalués lors de l’étude clinique. Sur les
1 647 sujets évaluables, 1 288 étaient des sujets asymptomatiques et 359 des sujets
symptomatiques. Les sujets qui ont été inscrits provenaient de sites où la prévalence de CT
s’échelonnait entre 2,8 % et 14,0 %.
Deux échantillons ont été collectés chez chaque sujet admissible : un frottis en milieu liquide
PreservCyt et un échantillon endocervical sur écouvillon. Les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt ont été collectés au moyen d’une spatule/cytobrosse ou d’un dispositif
d’échantillonnage cervical en brosse de type balai. La distribution des dispositifs
d’échantillonnage cervical est résumée dans le Tableau 5 par site de collecte d’échantillons
et de manière globale.
Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été traités conformément au
Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000 (ThinPrep 2000 Processor Operator’s
Manual) et à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Après traitement de l’échantillon
de frottis en milieu liquide PreservCyt avec le processeur ThinPrep 2000, l’échantillon a été
transféré dans le kit de transfert d’échantillons Aptima pour être testé à l’aide du test Aptima CT.
La sensibilité et la spécificité du test Aptima CT avec les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt ont été calculées en comparant les résultats à un algorithme de l’état d’infection
des patients L’algorithme comprenait les résultats du test Aptima Combo 2 et du test Aptima
CT avec les échantillons endocervicaux sur écouvillon Les deux tests par TAAN de référence
devaient être positifs pour établir le statut de patient infecté. Au moins un test par TAAN de
référence devait être négatif pour établir le statut de patient non infecté. Le Tableau 7e
résume la fréquence des résultats des tests pour les deux tests par TAAN de référence.
Le tableau 5a présente les sensibilités et les spécificités du test Aptima CT en fonction de
l’état des symptômes et de manière globale. La sensibilité générale était de 95,6 % (86/90).
Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, les sensibilités étaient respectivement
de 96,7 % (29/30) et de 95,0 % (57/60). La spécificité générale était de 98,8 % (1 539/1 557).
Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, les spécificités étaient respectivement
de 98,8 % (325/329) et de 98,9 % (1 214/1 228).
Le tableau 6a présente les sensibilités et les spécificités du test Aptima CT par site de
collecte d’échantillons et de manière globale. Les sensibilités s’échelonnaient de 92,9 % à
100 %. Les sensibilités s’échelonnaient de 96,5 % à 100 %.
Tableau 5 : Distribution du dispositif d’échantillonnage cervical utilisé pour les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt
Dispositif d’échantillonnage cervical utilisé
Site clinique de collecte
Total
1
2
3
4
5
6
Spatule/cytobrosse
0
124
475
287
57
364
1 307
Dispositif endocervical de type balai
100
0
0
0
240
0
340
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
49
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
Tableau 5a : Sensibilité et spécificité du test Aptima CT comparées à l’état d’infection des patients en
fonction des symptômes et de manière globale pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Échantillon
Symptomatique
Asymptomatique
Tous
Résultats du test
Aptima CT pour la
solution PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
29
0
1
3
Négatif
1
3
3
319
Total
30
3
4
322
Positif
57
0
1
13
Négatif
3
2
11
1 201
Total
60
2
12
1 214
Positif
86
0
2
16
Négatif
4
5
14
1 520
Total
90
5
16
1 536
Sensibilité (%)
(IC à 95 %)
Spécificité (%)
(IC à 95 %)
96,7 (29/30)
(82,8–99,9)
98,8 (325/329)
(96,9–99,7)
95,0 (57/60)
(86,1–99,0)
98,9 (1214/1228)
(98,1–99,4)
95,6 (86/90)
(89,0–98,8)
98,8 (1 539/1 557)
(98,2–99,3)
IC = intervalle de confiance.
+/+ = résultat positif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat positif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
+/- = résultat positif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat négatif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
-/+ = résultat négatif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat positif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
-/- = résultat négatif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat négatif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
50
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Tableau 6 : Sensibilité, spécificité et valeurs prédictives pour le test Aptima CT comparées à l’état d’infection
des patients en fonction du site clinique et de manière globale
Échantillon
Écouvillon
Site
N
TP
FP
TN
FN
VPP
Prév.
Sensibilité(IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %)
(%)
(%)
VPN
(%)
1
252
54
14
183
1
21,8
98,2
(90,3–100)
92,9
(88,4–96,1)
79,4
99,5
2
354
83
15
252
4
24,6
95,4
(88,6–98,7)
94,4
(90,9–96,8)
84,7
98,4
1
0
3
4
3
0
25,0
100
(2,5–100)
100
(29,2–100)
100
100
4
S.O.
S.O. S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
5
200
12
4
184
0
6,0
100
(73,5–100)
97,9
(94,6–99,4)
75,0
100
6
304
59
10
235
0
19,4
100
(93,9–100)
95,9
(92,6–98,0)
85,5
100
0
7
207
12
195
0
5,8
100
(73,5–100)
100
(98,1–100)
100
100
8
S.O.
S.O. S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
221
43
1 052
5
17,1
97,8
(94,9–99,3)
96,1
(94,7–97,1)
83,7
99,4
Tous 1 321
Homme
Urine
1
252
54
9
188
1
21,8
98,2
(90,3–100)
95,4
(91,5–97,9)
85,7
99,5
2
354
85
9
258
2
24,6
97,7
(91,9–99,7)
96,6
(93,7–98,4)
90,4
99,2
3
4
1
0
3
0
25,0
100
(2,5–100)
100
(29,2–100)
100
100
4
S.O.
S.O. S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
5
200
12
4
184
0
6,0
100
(73,5–100)
97,9
(94,6–99,4)
75,0
100
6
305
53
8
238
6
19,3
89,8
(79,2–96,2)
96,7
(93,7–98,6)
86,9
97,5
7
207
12
1
194
0
5,8
100
(73,5–100)
99,5
(97,2–100)
92,3
100
8
S.O.
S.O. S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
217
1 065
9
17,1
96,0
(92,6–98,2)
97,2
(96,0–98,1)
87,5
99,2
Tous 1 322
Écouvillon
31
1
228
36
2
190
0
15,8
100
(90,3–100)
99,0
(96,3–99,9)
94,7
100
2
198
52
18
128
0
26,3
100
(93,2–100)
87,7
(81,2–92,5)
74,3
100
3
114
9
4
101
0
7,9
100
(66,4–100)
96,2
(90,5–99,0)
69,2
100
4
260
19
11
229
1
7,7
95,0
(75,1–99,9)
95,4
(91,9–97,7)
63,3
99,6
5
199
13
5
181
0
6,5
100
(75,3–100)
97,3
(93,8–99,1)
72,2
100
6
294
33
9
252
0
11,2
100
(89,4–100)
96,6
(93,6–98,4)
78,6
100
7
102
8
0
92
2
9,8
80,0
(44,4–97,5)
100
(96,1–100)
100
97,9
8
48
3
1
44
0
6,3
100
(29,2–100)
97,8
(88,2–99,9)
75,0
100
Tous
1443
173
50
1217
3
12,2
98,3
(95,1–99,6)
96,1
(94,8–97,1)
77,6
99,8
1
227
34
5
187
1
15,4
97,1
(85,1–99,9)
97,4
(94,0–99,1)
87,2
99,5
2
198
51
2
144
1
26,3
98,1
(89,7–100)
98,6
(95,1–99,8)
96,2
99,3
3
113
9
1
103
0
8,0
100
(66,4–100)
99,0
(94,8–100)
90,0
100
4
265
18
4
241
2
7,5
90,0
(68,3–98,8)
98,4
(95,9–99,6)
81,8
99,2
5
199
11
4
182
2
6,5
84,6
(54,6–98,1)
97,8
(94,6–99,4)
73,3
98,9
6
295
29
10
252
4
11,2
87,9
(71,8–96,6)
96,2
(93,1–98,2)
74,4
98,4
7
102
10
0
92
0
9,8
100
(69,2–100)
100
(96,1–100)
100
100
8
49
3
0
46
0
6,1
100
(29,2–100)
100
(92,3–100)
100
100
Tous 1 448
165
26
1 247
10
12,1
94,3
(89,7–97,2)
98,0
(97,0–98,7)
86,4
99,2
Femme
Urine
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
51
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
Tableau 6 : Sensibilité, spécificité et valeurs prédictives pour le test Aptima CT comparées à l’état d’infection
des patients en fonction du site clinique et de manière globale (suite)
Échantillon
Collecté
par
patient
Collecté
par
clinicien
Écouvillon
vaginal
Écouvillon
vaginal
Site
N
TP
FP
TN
FN
VPP
Prév.
Sensibilité(IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %)
(%)
(%)
VPN
(%)
1
70
14
4
52
0
20,0
100
(76,8–100)
92,9
(82,7–98,0)
77,8
100
2
46
13
4
29
0
28,3
100
(75,3–100)
87,9
(71,8–96,6)
76,5
100
3
45
4
2
39
0
8,9
100
(39,8–100)
95,1
(83,5–99,4)
66,7
100
4
152
6
3
142
1
4,6
85,7
(42,1–99,6)
97,9
(94,1–99,6)
66,7
99,3
5
130
7
3
120
0
5,4
100
(59,0–100)
97,6
(93,0–99,5)
70,0
100
6
75
8
5
62
0
10,7
100
(63,1–100)
92,5
(83,4–97,5)
61,5
100
7
68
5
2
61
0
7,4
100
(47,8–100)
96,8
(89,0–99,6)
71,4
100
8
43
3
2
38
0
7,0
100
(29,2–100)
95,0
(83,1–99,4)
60,0
100
Tous
629
60
25
543
1
9,7
98,4
(91,2–100)
95,6
(93,6–97,1)
70,6
99,8
1
228
36
8
184
0
15,8
100
(90,3–100)
95,8
(92,0–98,2)
81,8
100
2
198
50
16
130
2
26,3
96,2
(86,8–99,5)
89,0
(82,8–93,6)
75,8
98,5
3
113
9
4
100
0
8,0
100
(66,4–100)
96,2
(90,4–98,9)
69,2
100
4
263
18
14
229
2
7,6
90,0
(68,3–98,8)
94,2
(90,5–96,8)
56,3
99,1
5
199
13
7
179
0
6,5
100
(75,3–100)
96,2
(92,4–98,5)
65,0
100
6
296
33
15
248
0
11,1
100
(89,4–100)
94,3
(90,8–96,8)
68,8
100
7
102
9
0
92
1
9,8
90,0
(55,5–99,7)
100
(96,1–100)
100
98,9
8
50
3
1
46
0
6,0
100
(29,2–100)
97,9
(88,7–99,9)
75,0
100
Tous 1 449
171
65
1 208
5
12,1
97,2
(93,5–99,1)
94,9
(93,5–96,0)
72,5
99,6
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif; Prév. = prévalence; IC = intervalle de confiance;
VPP = valeur prédictive positive; VPN = valeur prédictive négative.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
52
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Tableau 6a : Sensibilité, spécificité et valeurs prédictives du test Aptima CT par rapport au statut infectieux
de la patiente par site clinique et globalement pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Site
1
2
3
4
5
6
Tous
Test Aptima CT
pour la solution
PreservCyt
Résultat
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
14
0
1
2
Négatif
0
0
0
83
Total
14
0
1
85
Positif
4
0
0
0
Négatif
0
0
2
118
Total
4
0
2
118
Positif
29
0
0
6
Négatif
2
0
2
436
Total
31
0
2
442
Positif
8
0
0
4
Négatif
0
3
1
271
Total
8
3
1
275
Positif
13
0
0
3
Négatif
1
1
4
275
Total
14
1
4
278
Positif
18
0
1
1
Négatif
1
1
5
337
Total
19
1
6
338
Positif
86
0
2
16
Négatif
4
5
14
1 520
Total
90
5
16
1 536
Prév.
(%)
Sensibilité (%)
(IC à 95 %)
Spécificité (%)
(IC à 95 %)
VPP (%)
VPN (%)
14,0
100 (14/14)
(76,8–100)
96,5 (83/86)
(90,1–99,3)
82,4
100
3,2
100 (4/4)
(39,8–100)
100 (120/120)
(97,0– 00)
100
100
6,5
93,5 (29/31)
(78,6–99,2)
98,6 (438/444)
(97,1–99,5)
82,9
99,5
2,8
100 (8/8)
(63,1–100)
98,6 (275/279)
(96,4–99,6)
66,7
100
4,7
92,9 (13/14)
(66,1–99,8)
98,9 (280/283)
(96,9–99,8)
81,3
99,6
5,2
94,7 (18/19)
(74,0–99,9)
99,4 (343/345)
(97,9–99,9)
90,0
99,7
5,5
95,6 (86/90)
(89,0–98,8)
98,8 (1 539/1 557)
(98,2–99,3)
82,7
99,7
Prév. = prévalence; IC = intervalle de confiance; VPP = valeur prédictive positive; VPN = valeur prédictive négative.
+/+ = résultat positif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat positif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
+/- = résultat positif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat négatif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
-/+ = résultat négatif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat positif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
-/- = résultat négatif pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2/résultat négatif pour l’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test Aptima CT.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
53
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
Tableau 7a : Résultats des échantillons urétraux masculins sur écouvillon et d’urine masculins chez des
sujets infectés ou non infectés par C. trachomatis selon l’état d’infection des patients.
État d’infection de la
patiente
TAAN 1
(Test Aptima
Combo 2)
Test de dépistage
Aptima CT
TAAN 2
État des symptômes
Total
MS
MU
MS
MU
MS
MU
Sym
Asym
Infectée
+
+
+
+
+
+
96
68
164
Infectée
+
+
+
+
+
-
5
1
6
Infectée
+
+
+
-
+
+
11
7
18
Infectée
+
+
-
+
+
+
13
11
24
Infectée
+
+
-
+
+
-
1
0
1
Infectée
+
+
-
+
-
+
1
0
1
Infectée
+
-
+
+
+
+
2
0
2
Infectée
+
-
+
+
+
-
1
0
1
Infectée
+
-
+
-
+
-
1
0
1
Infectée
-
+
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
-
+
-
+
+
+
0
2
2
Infectée
-
+
-
+
-
+
3
1
4
Infectée
-
+
=
+
+
+
0
1
1
Non infectée
+
+
-
-
+
+
4
4
8
Non infectée
+
+
-
-
-
+
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
+
+
1
4
5
Non infectée
+
-
-
-
+
-
4
6
10
Non infectée
+
-
-
-
-
+
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
-
-
3
0
3
Non infectée
-
+
-
-
+
+
1
0
1
Non infectée
-
+
-
-
-
+
0
2
2
Non infectée
-
+
-
-
-
-
1
0
1
Non infectée
-
-
+
+
+
+
1
0
1
Non infectée
-
-
-
+
-
-
2
2
4
Non infectée
-
-
-
-
+
+
1
1
2
Non infectée
-
-
-
-
+
-
11
5
16
Non infectée
-
-
-
-
-
+
4
4
8
Non infectée
-
-
-
-
-
-
403
618
1 021
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
+
0
2
2
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
-
1
2
3
Non infectée
-
-
-
=
-
-
0
4
4
Non infectée
-
-
=
-
-
-
2
0
2
Non infectée
S.O.
-
-
-
S.O.
-
0
1
1
576
746
1 322
Total
S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats équivoques ou
indéterminés après une nouvelle analyse. MS = écouvillon uréthral masculin; MU = urine masculine; Sym = symptomatique;
Asym = asymptomatique.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
54
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Tableau 7b : Résultats des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine féminins chez des sujets
infectés ou non infectés par C. trachomatis selon l’état d’infection des patients.
État d’infection de la
patiente
TAAN 1
(Test Aptima
Combo 2)
Test de dépistage
Aptima CT
TAAN 2
État des symptômes
Total
FS
FU
FS
FU
FS
FU
Sym
Asym
Infectée
+
+
+
+
+
+
80
43
Infectée
+
+
+
+
+
-
1
1
2
Infectée
+
+
+
-
+
+
10
5
15
Infectée
+
+
+
=
+
+
1
0
1
Infectée
+
+
-
+
+
+
9
3
12
Infectée
+
-
+
+
+
+
3
1
4
Infectée
+
-
+
+
+
-
2
2
4
Infectée
+
-
+
-
+
+
2
0
2
Infectée
+
-
+
-
+
-
4
0
4
Infectée
+
-
+
-
+
S.O.
1
0
1
Infectée
-
+
+
+
+
+
0
1
1
Infectée
-
+
-
+
+
+
1
3
4
Infectée
-
+
-
+
-
+
1
2
3
123
Non infectée
+
+
-
-
+
+
1
2
3
Non infectée
+
+
-
S.O.
+
+
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
+
+
0
2
2
Non infectée
+
-
-
-
+
-
12
7
19
Non infectée
+
-
-
-
-
-
0
1
1
Non infectée
-
+
-
-
+
+
1
0
1
Non infectée
-
+
-
-
-
+
4
3
7
Non infectée
-
+
-
-
-
-
0
1
1
Non infectée
-
-
+
-
-
-
1
1
2
Non infectée
-
-
-
+
-
-
1
2
3
Non infectée
-
-
-
-
+
+
0
2
2
Non infectée
-
-
-
-
+
-
11
9
20
Non infectée
-
-
-
-
-
+
5
4
9
Non infectée
-
-
-
-
-
-
636
526
1 162
Non infectée
-
-
-
-
-
S.O.
1
0
1
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
-
2
3
5
Non infectée
-
-
-
=
-
-
12
10
22
Non infectée
-
-
=
-
-
-
1
1
2
Non infectée
-
S.O.
-
-
-
S.O.
1
1
2
Non infectée
S.O.
-
-
-
S.O.
-
5
4
9
Non infectée
=
-
-
-
+
+
1
0
1
Non infectée
=
-
-
-
+
-
1
0
1
812
640
1 452
Total
S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats équivoques ou
indéterminés après une nouvelle analyse. FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine; Sym = symptomatique;
Asy = asymptomatique.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
55
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
Tableau 7c : Résultats des échantillons vaginaux sur écouvillon collectés par les patientes chez des sujets
asymptomatiques infectés ou non infectés par C. trachomatis selon l’état d’infection des patients.
État d’infection de la
patiente
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
Test de dépistage
Aptima CT
TAAN 2
Total
FS
FU
FS
FU
PVS
Infectée
+
+
+
+
+
44
Infectée
+
+
+
-
+
5
Infectée
+
+
-
+
+
3
Infectée
+
-
+
+
+
3
Infectée
-
+
+
+
+
1
Infectée
-
+
-
+
+
4
Infectée
-
+
-
+
-
1
Non infectée
+
+
-
-
+
2
Non infectée
+
-
-
-
+
4
Non infectée
+
-
-
-
+
1
Non infectée
+
-
-
-
-
2
Non infectée
+
-
-
-
-
3
Non infectée
-
+
-
-
+
2
Non infectée
-
+
-
-
-
2
Non infectée
-
-
+
-
-
1
Non infectée
-
-
-
+
-
2
Non infectée
-
-
-
-
+
5
Non infectée
-
-
-
-
+
10
Non infectée
-
-
-
-
-
15
Non infectée
-
-
-
-
-
500
Non infectée
-
-
-
-
-
1
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
1
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
9
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
2
Non infectée
-
-
-
S.O.
S.O.
1
Non infectée
-
-
-
=
-
1
Non infectée
-
-
-
=
-
8
Non infectée
-
-
-
=
-
1
Non infectée
-
-
=
-
-
1
Non infectée
-
S.O.
-
-
-
1
Non infectée
S.O.
-
-
-
+
1
Non infectée
S.O.
-
-
-
-
3
Total
640
S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats
équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine;
PVS = écouvillon vaginal collecté par la patiente (patientes asymptomatiques).
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
56
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Tableau 7d : Résultats pour les écouvillons vaginaux collectés par des cliniciens chez des sujets infectés ou
non infectés par C. trachomatis selon l’état d’infection des patients.
État d’infection de
la patiente
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
FS
FU
Test de dépistage
Aptima CT
TAAN 2
FS
État des symptômes
FU
CVS
Sym
Asym
Total
Infectée
+
+
+
+
+
76
44
120
Infectée
+
+
+
+
-
2
0
2
Infectée
+
+
+
+
+
2
0
2
Infectée
+
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
+
+
+
-
+
8
5
13
Infectée
+
+
+
-
-
1
0
1
Infectée
+
+
+
-
+
1
0
1
Infectée
+
+
+
=
+
1
0
1
Infectée
+
+
-
+
+
9
3
12
Infectée
+
-
+
+
+
5
3
8
Infectée
+
-
+
-
+
7
0
7
Infectée
-
+
+
+
+
0
1
1
Infectée
-
+
-
+
+
1
4
5
Infectée
-
+
-
+
-
1
0
1
Infectée
-
+
-
+
-
0
1
1
Non infectée
+
+
-
-
+
1
2
3
Non infectée
+
+
-
S.O.
+
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
+
3
4
7
Non infectée
+
-
-
-
-
0
1
1
Non infectée
+
-
-
-
+
2
2
4
Non infectée
+
-
-
-
-
5
3
8
Non infectée
+
-
-
-
+
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
-
1
0
1
Non infectée
-
+
-
-
+
5
2
7
Non infectée
-
+
-
-
-
0
2
2
Non infectée
-
-
+
-
-
1
1
2
Non infectée
-
-
-
+
-
1
2
3
Non infectée
-
-
-
-
+
4
5
9
Non infectée
-
-
-
-
-
6
10
16
Non infectée
-
-
-
-
+
16
15
31
Non infectée
-
-
-
-
-
614
500
1 114
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
0
1
1
Non infectée
-
-
-
-
+
0
1
1
Non infectée
-
-
-
-
-
13
9
22
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
2
2
4
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
0
1
1
Non infectée
-
-
-
=
+
0
1
1
Non infectée
-
-
-
=
-
12
8
20
Non infectée
-
-
-
=
S.O.
0
1
1
Non infectée
-
-
=
-
-
1
1
2
Non infectée
-
S.O.
-
-
-
0
1
1
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
57
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
Tableau 7d : Résultats pour les écouvillons vaginaux collectés par des cliniciens chez des sujets infectés ou
non infectés par C. trachomatis selon l’état d’infection des patients. (suite)
État d’infection de
la patiente
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
Test de dépistage
Aptima CT
TAAN 2
État des symptômes
Total
FS
FU
FS
FU
CVS
Sym
Asym
Non infectée
-
S.O.
-
-
S.O.
1
0
1
Non infectée
S.O.
-
-
-
-
0
1
1
Non infectée
S.O.
-
-
-
-
5
3
8
Non infectée
=
-
-
-
-
2
0
2
812
640
1 452
Total
S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats équivoques ou
indéterminés après une nouvelle analyse.
FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine; CVS = écouvillon vaginal collecté par un clinicien; Sym = symptomatique;
Asym = asymptomatique.
Tableau 7e : Résultats pour l’état d’infection des patientes par C. trachomatis provenant de
l’étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
État d’infection de la
patiente
Écouvillon endocervical
État des symptômes
Test Aptima
Combo 2
Test de dépistage
Aptima CT
Symptomatique
Asymptomatique
Infectée
Positif
Positif
30
60
Non infectée
Négatif
Négatif
322
1 214
Non infectée
Négatif
Positif
4
12
Non infectée
Positif
Négatif
3
2
359
1 288
Total
Distribution des RLU des contrôles Aptima
La distribution des RLU pour le contrôle positif, GC/contrôle négatif CT et le contrôle positif,
CT/contrôle négatif GC pour toutes les séries de test Aptima CT effectuées lors des études
d’échantillons cliniques sont présentées ci-dessous dans le Tableau 8.
Tableau 8 : Distribution des RLU des contrôles Aptima lors des études cliniques d’échantillons comprenant les
études des échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins sur écouvillon, des échantillons d’urine
masculins et féminins et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
RLU (x1 000)
Contrôle
Contrôle positif GC/contrôle négatif CT
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
Statistiques
Étude clinique sur les
échantillons sur
écouvillon et d’urine
Étude clinique des
échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt
N
198
209
Moyenne
0,89
1,22
ET
2,94
2,63
Maximum
26
36
75 centile
1
1
e
Médiane
0
1
25e centile
0
1
Minimum
0
0
58
502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance clinique avec les DTS Systems
Tableau 8 : Distribution des RLU des contrôles Aptima lors des études cliniques d’échantillons comprenant les
études des échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins sur écouvillon, des échantillons d’urine
masculins et féminins et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
RLU (x1 000)
Contrôle
Contrôle positif CT/contrôle négatif GC
Statistiques
Étude clinique sur les
échantillons sur
écouvillon et d’urine
Étude clinique des
échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt
N
198
209
Moyenne
7 007
6 593
ET
776
709
Maximum
8 884
10 383
75 centile
7 440
7 025
Médiane
7 066
6 661
25 centile
6 621
6 205
Minimum
988
4 419
e
e
Étude de la précision
L’étude de la précision du test Aptima CT (c.-à-d. la reproductibilité) a été évaluée sur deux
sites cliniques externes et chez Hologic. La précision du test Aptima CT été évaluée pour
trois lots de kit de test Aptima CT, trois sites d’études, six opérateurs et 108 séries de test
Aptima CT. Deux opérateurs sur chacun des trois sites de test ont effectué un total de six
séries de test Aptima CT par lot de kits pour un total de 36 séries par lot de kit. Chaque
série était composée d’un panel de précision de 12 membres contenant de 0 à 2 000 fg/test
d’ARNr de CT. La reproductibilité du test a été établie en utilisant un milieu de transport de
l’écouvillon enrichi avec de l’ARNr. La reproductibilité lors des tests d’échantillons sur
écouvillon et urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée. Le Tableau 9
présente les données de précision RLU en termes de moyenne, d’écart-type, de coefficient
de variation (CV) et de pourcentage de concordance avec les résultats attendus des calculs
de variabilité entre sites, entre lots, entre opérateurs, entre séries et au sein d’une même série.
Tableau 9 : Données de précision du test Aptima CT en utilisant un panel de précision de 12 membres
contenant de 0 à 2 000 fg/test d’ARNr de CT
Concentration
N
Nég. (0 fg/mL)
540
Faible (12 fg/mL)
Moy. (250 fg/mL)
Moyenne
%
RLU
Concord.
(x1 000)
D’un site à l’autre
D’un lot à l’autre
D’un utilisateur à
l’autre
D’une série à
l’autre
SD
CV
SD
CV
SD
CV
SD
CV
SD
CV
(RLU x1 000) (%) (RLU x1 000) (%) (RLU x1 000) (%) (RLU x1 000) (%) (RLU x1 000) (%)
100
0,7
S.O.
0,5
S.O.
0,3
S.O.
0,4
S.O.
0
S.O.
216 7 143,4
100
200,3
2,8
335,6
4,7
207,7
2,9
537,3
7,5
558,8
7,8
108 7 084,9
100
162,2
2,3
275,1
3,9
159,5
2,3
546,3
7,7
578,2
8,2
Moy. (2 500 fg/mL) 108 6 991,1
100
150,7
2,2
279,4
4,0
117,8
1,7
532,3
7,6
534,9
7,7
100
229,2
3,2
301,0
4,2
129,0
1,8
531,7
7,5
618,3
8,7
Élev. (5 000–
5 135 fg/mL)
0,7
Intra-série
324 7 133,4
SD = écart-type, CV (%) = pourcentage du coefficient de variation, % Concord. = pourcentage de concordance; N/A (S/O) = non
applicable pour un analyte négatif.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la
variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité telle que mesurée avec SD et %CV est fixée à zéro (16).
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
59
502485FC Rév. 006
Aptima
Performance clinique avec les DTS Systems
™
La précision dans un même laboratoire de l’échantillon PreservCyt avec le test Aptima CT a
été déterminée en ensemençant les flacons de PreservCyt avec 20 IFU de CT par flacon
(0,1 IFU par réaction) et 100 IFU de CT par flacon (0,5 IFU par réaction). Des flacons
contenant 1 000 IFU de CT par flacon (5 par réaction) et les flacons de PreservCyt non
ensemencés ont été testés comme contrôles positifs et négatifs. Dix flacons ensemencés à
chacun des taux de IFU et dix flacons non ensemencés ont été répartis entre deux opérateurs
Les opérateurs ont passé au vortex les flacons, puis transféré 14 aliquotes (de 1,0 mL chacune)
par flacon dans 14 tubes de transfert Aptima, conformément à la notice du test du kit de
transfert d’échantillons Aptima. Les opérateurs ne connaissaient pas les titres des échantillons.
Chacun des échantillons frottis-STM obtenu a été analysé une fois dans le test Aptima CT.
Au total, cinq séries ont été effectuées sur une période de cinq jours et 140 résultats ont été
obtenus pour chacun des taux de IFU. Les résultats sont résumés dans le Tableau 10.
Tableau 10 : Données de précision pour le milieu PreservCyt avec le test Aptima CT au sein d’un laboratoire
en utilisant un panel de précision de 4 membres contenant de 0 à 1 000 IFU/20 mL de cellules CT
Membre PreservCyt IFU/
n
du panel IFU/20 mL réaction
A
B
C
D
20
100
1 000
0
0,1
0,5
5
0
%
Concordant
Concord.
140
140
140
140
140
138*
140
140
100
98,6
100
100
Pour un même D’un jour à D’un utilisateur
Total
opérateur
l’autre
à l’autre
SD
CV
SD
CV
SD
CV
SD
CV (%)
(x1 000) (%)
(x1 000) (%) (x1 000) (%) (x1 000)
6 501,7
734,8
11,3
0
0,0 546,9
8,4
916
14,1
6 337,7 1 054,7 16,6
0
0,0 947,2
14,9 1 417,6 22,4
6 521,9
909
13,9 247,1 3,8 393,9
6
1 021 15,7
1,2
0,8
S.O.
0
S.O.
0,4
S.O.
0,9
S.O.
Moyenne
RLU
(x1 000)
SD = écart-type, CV (%) = pourcentage du coefficient de variation, % Concord. = pourcentage de concordance; S.O. = non applicable;
RLU = unité relative de lumière; Opérateur = série.
*Les résultats discordants ont consisté en un résultat négatif et 1 résultat équivoque.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la
variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité telle que mesurée avec SD et %CV est fixée à zéro (16).
Les échantillons offrant des résultats discordants ont été inclus dans l’analyse de variabilité du signal.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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502485FC Rév. 006
Aptima
™
Performance analytique des DTS Systems
Performance analytique des DTS Systems
Consulter la section Performance analytique du Tigris DTS System après le chapitre
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System pour les caractéristiques
de performance analytique spécifiques au Tigris DTS System.
Consulter Performance analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Panther System.
Sensibilité analytique
La sensibilité analytique (seuil de détection) pour C. trachomatis a été déterminée en
comparant directement les dilutions d’organismes de CT en culture cellulaire et avec le test
Aptima CT. Le seuil de sensibilité analytique revendiqué pour le test est d’une IFU (unité de
formation des inclusions) par test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine et 9,75 IFU/mL
d’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt) pour l’ensemble des 15 sérotypes CT
(A, B, Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et L3). Toutefois, les dilutions inférieures à moins
d’une IFU/test ont donné des résultats positifs pour tous les sérotypes.
Spécificité analytique
Un total de 154 isolats de culture a été évalué à l’aide du test Aptima CT. Ces isolats
comprenaient 86 organismes pouvant être isolés du tractus urogénital et 68 organismes
supplémentaires qui représentent un croisement phylogénétique d’organismes. Les organismes
testés comprenaient des bactéries, des champignons, des levures, des parasites et des
virus. Tous les organismes, à l’exception de C. psittaci, C. pneumoniae, U. urealyticum et
des virus ont été testés à 1,0 x 106 cellules/test dans le milieu de transport KOVA-Trol/Urine
(UTM) et 60 organismes dans le milieu de transport d’écouvillons (STM). Les organismes
Chlamydia et Neisseria ont été testés dans le milieu PreservCyt. C. psittaci VR601 a été testé
à 8,0 x 104 cellules/test et C. psittaci VR125 a été testé à 1,0 x 105 cellules/test. C. pneumoniae
a été testé à 4 x 103 cellules/test et U. urealyticum a été testé à 6,7 x 106 cellules/test. Les virus
ont été analysés de la manière suivante : (a) virus Herpes simplex I : 2,5 x 104 TCID50/test,
(b) virus Herpes simplex II : 6,0 x 104 TCID50/test, (c) papillomavirus humain 16 : 2,9 x 106 copies
d’ADN/test et (d) cytomégalovirus : 4,8 x 105 cellules/test. La liste des organismes testés
figure dans le Tableau 11.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Performance analytique des DTS Systems
™
Tableau 11 : Spécificité analytique
Organisme
Achromobacter xerosis
Acinetobacter calcoaceticus
Acinetobacter Iwoffii
Actinomyces israelii
Actinomyces pyogenes
Aerococcus viridans
Aeromonas hydrophila
Agrobacterium radiobacter
Alcaligenes faecalis
Bacillus subtilis
Bacteriodes fragilis
Bacteriodes ureolyticus
Bifidobacterium adolescentis
Bifidobacterium brevi
Branhamella catarrhalis
Brevibacterium linens
Campylobacter jejuni
Candida albicans
Candida glabrata
Candida parapsilosis
Candida tropicalis
Chlamydia pneumoniae
Chlamydia psittaci (2)
Chromobacterium violaceum
Citrobacter freundii
Clostridium perfringens
Corynebacterium genitalium
Corynebacterium xerosis
Cryptococcus neoformans
Cytomégalovirus
Deinococcus radiodurans
Derxia gummosa
Eikenella corrodens
Enterobacter aerogenes
Enterobacter cloacae
Entercoccus avium
Entercoccus faecalis
Entercoccus faecium
Erwinia herbicola
Erysipelothrix rhusiopathiae
Organisme
Escherichia coli
Flavobacterium meningosepticum
Fusobacterium nucleatum
Gardnerella vaginalis
Gemella haemolysans
Haemophilus ducreyi
Haemophilus influenzae
Herpes simplex virus I
Herpes simplex virus II
Papillomavirus humain 16
Kingella dentrificans
Kingella kingae
Klebsiella oxytoca
Klebsiella pneumoniae
Lactobacillus acidophilus
Lactobacillus brevis
Lactobacillus jensonii
Lactobacillus lactis
Legionella pneumophila (2)
Leuconostoc paramensenteroides
Listeria monocytogenes
Micrococcus luteus
Moraxella lacunata
Moraxella osloensis
Morganella morganii
Mycobacterium smegmatis
Mycoplasma genitalium
Mycoplasma hominis
N. meningitidis Serogroup A
N. meningitidis Serogroup B
N. meningitidis Serogroup C (4)
N. meningitidis Serogroup D
N. meningitidis Serogroup Y
N. meningitidis Serogroup W135
Neisseria cinerea (4)
Neisseria dentrificans
Neisseria elongata (3)
Neisseria flava
Neisseria flavescens (2)
Neisseria lactamica (9)
Organisme
Neisseria mucosa (3)
Neisseria sicca (3)
Neisseria subflava (14)
Neisseria perflava
Neisseria polysaccharea
Paracoccus denitrificans
Peptostreptococcus anaerobius
Peptostreptococcus productus
Plesiomonas shigelloides
Propionibacterium acnes
Proteus mirabilis
Proteus vulgaris
Providencia stuartii
Pseudomonas aeruginosa
Pseudomonas fluorescens
Pseudomonas putida
Rahnella aquatilis
Rhodospirillum rubrum
Saccharomyces cerevisiae
Salmonella minnesota
Salmonella typhimurium
Serratia marcescens
Staphylococcus saprophyticus
Staphylococcus aureus
Staphylococcus epidermidis
Streptococcus agalactiae
Streptococcus bovis
Streptococcus mitis
Streptococcus mutans
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus pyogenes
Streptococcus salivarius
Streptococcus sanguis
Streptomyces griseinus
Trichomonas vaginalis
Ureaplasma urealyticum
Vibrio parahaemolyticus
Yersinia enterocolitica
(n) = nombre de souches testées. Tous les organismes testés ont donné un résultat négatif avec le test Aptima CT.
Substances interférentes
Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement dans des échantillons
collectés à l’aide d’un écouvillon et des échantillons de frottis en milieu PreservCyt et/ou d’urine :
sang 10 %, gel contraceptif, spermicide, hydratant, anesthésiant hémorroïdal, huile corporelle,
poudre, crème anti-fongique, lubrifiants vaginaux, vaporisateur intime et leucocytes
(1 x 106 cellules/mL). Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement
dans des échantillons d’urine : sang 30 %, analytes d’urine, protéines, glucose, cétones, bilirubine,
nitrates, urobilinogène, pH 4 (acide), pH 9 (alcalin), leucocytes (1 x 106 cellules/mL), débris
cellulaires, vitamines, minéraux, acétaminophène, aspirine et ibuprofène. Toutes ces substances
ont été testées quant à leur interférence éventuelle avec le test en l’absence et en présence de
CT pour une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 cellule/test (5 fg/test). Les concentrations
d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/
cellule de chaque organisme. Aucune interférence n’a été relevée avec l’ensemble des
substances testées. Aucun inhibiteur d’amplification n’a été observé dans le test Aptima CT.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Performance analytique des DTS Systems
Récupération
Escherichia coli, Gardnerella vaginalis, Lactobacillus acidophilus, Bacteroides ureolyticus et
Staphylococcus epidermidis (1 x 108 cellules/test) ont été ajoutés aux échantillons contenant
l’équivalent en ARNr d’environ un IFU de CT (5 fg). Ces ajouts n’ont pas interféré avec
l’amplification ou la détection de l’ARNr de CT en utilisant le test Aptima CT.
Études de la stabilité des échantillons
A. Écouvillon et échantillons d’urine
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons endocervicaux, urétraux et vaginaux collectés à
l’aide d’un écouvillon ont été générées avec des échantillons sur écouvillon négatifs
groupés. Les échantillons groupés ont été ensemencés avec CT à une concentration
finale de 1 IFU par réaction. Les échantillons ensemencés ont été conservés à 4 °C et à
30 °C. Les échantillons ont été testés en duplicata aux jours 0, 20, 77 et 117. Toutes les
conditions de test ont été positives pour CT pour toutes les durées et températures.
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons d’urine ont été générées avec des échantillons
d’urine féminins et des échantillons d’urine masculins négatifs. Les échantillons d’urine
ont été ensemencés avec CT à une concentration finale de 10 UFI par réaction. Les deux
jeux d’échantillons d’urine ensemencés ont été maintenus à 30 °C pendant 24 heures avant
d’être ajoutés au milieu de transport d’urine (UTM). Les deux jeux d’échantillons UTM ont
été maintenus entre 4°C et 30°C et testés en triple aux jours 0, 1, 5, 20 et 35. Tous les
échantillons recueillis dans l’UTM étaient positifs pour CT à tous les intervalles-temps.
B. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été générées
à partir d’échantillons de frottis liquides traités et non traités. Pour les échantillons non
traités, quatre groupes d’échantillons en solution PreservCyt ont été testés après avoir
été conservés dans le flacon de solution PreservCyt. Chaque groupe d’échantillons été
ensemencé avec 1 à 10 IFU de CT/test, maintenu à 2 °C, 10 °C et 30 °C, puis testé
d’après la base de référence et les jours 5, 7, 8, 14, 18, 21, 25 et 36. Tous les
échantillons ensemencés ont été positifs pour CT pour toutes les durées et températures.
Pour les échantillons traités, quatre groupes d’échantillons de la solution PreservCyt ont
été utilisés pour déterminer la stabilité des échantillons traités entre 2 °C et 30 °C.
Chaque groupe d’échantillons négatifs a été ensemencé avec 1 à 10 IFU de CT/test, puis
testé d’après la base de référence. Avant d’être traités, les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt ont été conservés à 30 °C pendant sept (7) jours pour simuler
le laps de temps entre la collecte des échantillons, le traitement et l’expédition des frottis
dans un laboratoire de tests microbiologiques Après sept jours à 30 °C, des aliquotes de
1 mL de chaque groupe ont été transférées dans un tube de transfert d’échantillons
Aptima et testées d’après la base de référence avant d’être placées à 2 °C, 10 °C et
30 °C. Les échantillons traités ont ensuite été testés pendant 17 jours à 30 °C et 36 jours
entre 2 °C et 10 °C. Tous les échantillons ensemencés se sont révélés positifs pour CT
pour toutes les durées et températures.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Performance analytique des DTS Systems
™
C. Étude de stabilité supplémentaire des échantillons congelés (à –20 °C)
Les conditions de conservation congelée recommandées pour les échantillons endocervicaux
sur écouvillon, urétraux sur écouvillon et vaginaux sur écouvillon, d’urine féminins et
masculins et de frottis en milieu liquide PreservCyt dans le milieu de transport sont une
température comprise entre –20 °C et –70 °C pour permettre un test jusqu’à 12 mois
après la collecte. Les données de validation ont été obtenues à l’aide de 90 échantillons
pour chaque type d’échantillon ayant produit un résultat négatif. Parmi ces échantillons,
30 ont été enrichis avec CT à un taux de 1,0 IFU par réaction, 30 ont été enrichis avec
CT à un taux de 0,1 IFU par réaction et 30 n’ont pas été enrichis. Les échantillons dans
le milieu de transport ont été congelés dans les sept jours suivant la collecte et testés
aux jours 200 et 400. Les échantillons ont satisfait les critères d’acceptation, à savoir une
concordance supérieure à 95 % avec les résultats attendus.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Concordance avec le Tigris DTS System
La concordance entre les résultats du test Aptima CT générés par le Tigris DTS System
entièrement automatique et les DTS Systems semi-automatiques a été évaluée en testant les
échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, d’urine masculins et féminins,
vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt. Chacun des échantillons
cliniques a été testé individuellement avec le test Aptima CT sur le Tigris DTS System et les
DTS Systems chez Hologic. L’ordre des tests n’était pas randomisé. Les échantillons identifiés
pour l’inclusion ont été testés avec le Tigris DTS System et suivis de tests sur les DTS Systems.
Étude de la concordance des échantillons cliniques — endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon, d’urine masculins et féminins, vaginaux sur écouvillon et
de frottis en milieu liquide PreservCyt
Des sujets masculins et féminins se rendant dans des cliniques pour ITS, des centres de
planning familial et des gynécologues/obstétriciens de huit sites géographiquement distincts
avec des prévalences d’infection à CT s’échelonnant de faibles à élevées ont contribué aux
échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, d’urine masculins et féminins,
vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les échantillons ont été
transférés directement chez Hologic pour être testés alors que les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt ont été traités dans 2 laboratoires de cytopathologie avant leur transfert.
Chez Hologic, les échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, ainsi que
les échantillons d’urine masculins et féminins ont d’abord été testés avec le test Aptima
Combo 2 sur le Tigris DTS System, et les échantillons sur écouvillon vaginal et de frottis en
milieu liquide PreservCyt ont été dépistés avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems.
Les échantillons dont les résultats finaux étaient invalides ou équivoques n’ont pas été
sélectionnés dans le cadre de l’étude de la concordance des échantillons cliniques Aptima CT.
Deux-cent cinq échantillons d’écouvillons féminins (87 endocervicaux et 118 vaginaux),
120 écouvillons urétraux masculins, 98 échantillons d’urine féminins, 115 échantillons d’urine
masculins, et 116 échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ayant des résultats
positifs et négatifs au test Aptima Combo 2 CT ont été sélectionnés pour des tests comparatifs
entre le Tigris DTS System et les DTS Systems avec le test Aptima CT. Les échantillons
ayant des résultats initiaux invalides ou équivoques ont été testés à nouveau en utilisant le
même système que celui sur lequel les résultats ont été générés. Un échantillon d’urine
féminin, dont le résultat était initialement équivoque sur les DTS Systems, a donné un résultat
final valide après réanalyse. Un échantillon d’urine masculin, dont le résultat était initialement
invalide sur le Tigris DTS System, a donné un résultat final valide après réanalyse. Un
échantillon d’urine féminin, dont le résultat était initialement équivoque sur le Tigris DTS System,
a été réanalysé, mais était périmé et le résultat final est donc resté équivoque.
LeTableau 12 montre les concordances positives, négatives et globales pour tous les résultats
appariés de chaque type d’échantillon par état symptomatique Les échantillons sont relativement
déséquilibrés en fonction du statut symptomatique et asymptomatique, mais les concordances
globales pour les sujets symptomatiques étaient de 98,5 % (131/133) pour les échantillons
sur écouvillon féminins (écouvillons endocervicaux et vaginaux combinés), de 100 % (60/60)
pour les échantillons sur écouvillon urétraux masculins, de 98,2 % (55/56) pour les échantillons
d’urine féminins, de 100 % (60/60) pour les échantillons d’urine masculins et de 100 % (81/81)
pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Pour les sujets asymptomatiques,
les concordances globales étaient respectivement de 100 % pour 72 échantillons féminins sur
écouvillon, 60 échantillons urétraux masculins sur écouvillon, 42 échantillons d’urine féminins,
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
™
55 échantillons d’urine masculins et 35 échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Pour « tous » les sujets (symptomatiques et asymptomatiques confondus), la concordance
globale était de 99,0 % (203/205) pour les échantillons sur écouvillon féminins (endocervicaux et
vaginaux confondus), de 100 % (120/120) pour les échantillons urétraux masculins sur
écouvillon, de 99,0 % (97/98) pour les échantillons d’urine féminins, de 100 % (115/115) pour
les échantillons d’urine masculins et de 100 % (116/116) pour les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt. En raison du nombre relativement faible d’échantillons de sujets
symptomatiques, ces conclusions peuvent ne pas s’étendre aux tests du Aptima CT-Tigris
System avec des échantillons provenant de sujets asymptomatiques.
Se référer aux Tableaux 4 et 5a pour les estimations de sensibilité et de spécificité pour le test
Aptima CT sur les DTS Systems. La sensibilité et la spécificité du test Aptima CT en utilisant
le Tigris DTS System devraient être similaires étant donné que les résultats concordent.
Tableau 12 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : concordances positives, négatives et
globales par état de symptômes
État des
Échantillon
symptômes
Genre
n
DTS+ DTS+
DTSDTSTigris+ Tigris- Tigris+ Tigris-
% de
concordance
positive
(IC à 95 %)
% de
concordance
négative
(IC à 95 %)
% de
concordance
globale
(IC à 95 %)
Femme* 133
63
1
1
68
98,4
(91,6–100)
98,6
(92,2–100)
98,5
(94,7–99,8)
Homme
60
42
0
0
18
100
(91,6–100)
100
(81,5–100)
100
(94,0–100)
Femme
56
33
0
1
1
22
100
(89,4–100)
95,7
(78,1–99,9)
98,2
(90,4–100)
Homme
60
41
0
0
19
100
(91,4–100)
100
(82,4–100)
100
(94,0–100)
Solution
Femme
PreservCyt
81
39
0
0
42
100
(91,0–100)
100
(91,6–100)
100
(95,5–100)
Femme*
72
41
0
0
31
100
(91,4–100)
100
(88,8–100)
100
(95,0–100)
Homme
60
23
0
0
37
100
(85,2–100)
100
(90,5–100)
100
(94,0–100)
Femme
42
23
0
0
19
100
(85,2–100)
100
(82,4–100)
100
(91,6–100)
Homme
55
20
0
0
35
100
(83,2–100)
100
(90,0–100)
100
(93,5–100)
Solution
Femme
PreservCyt
35
25
0
0
10
100
(86,3–100)
100
(69,2–100)
100
(90,0–100)
Femme* 205
104
1
1
99
99,0
(94,8–100)
99,0
(94,6–100)
99,0
(96,5–99,9)
Homme
120
65
0
0
55
100
(94,5–100)
100
(93,5–100)
100
(97,0–100)
Femme
98
56
0
1
1
41
100
(93,6–100)
97,6
(87,4–99,9)
99,0
(94,4–100)
Homme
115
61
0
0
54
100
(94,1–100)
100
(93,4–100)
100
(96,8–100)
Solution
Femme
PreservCyt
116
64
0
0
52
100
(94,4–100)
100
(93,2–100)
100
(96,9–100)
Écouvillon
Sympt.
Urine
Écouvillon
Asympt.
Urine
Écouvillon
Tous
Urine
Le signe « + » indique un résultat positif, le signe « - » un résultat négatif; IC = intervalle de confiance.
*Échantillons endocervicaux et vaginaux sur écouvillon combinés.
1
L’échantillon a donné un résultat final équivoque sur le Tigris DTS System
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Étude de la précision
Les effets de plusieurs facteurs sur la variabilité de la performance du test Aptima CT sur le
Tigris DTS System ont été évalués en utilisant des panels de reproductibilité ITS de 12 membres.
Les membres des panels contenaient de 0 à 5 000 fg d’ARNr de CT/test. Le panel comportait
des membres de panel avec des concentrations de CT de 5 fg d’ARNr de CT/test.
Les panels ont été testés sur l’un des sites de test externes et chez Hologic en utilisant deux
lots de réactifs de test Aptima CT. Chez Hologic, deux opérateurs ont effectué chacun trois
listes de travail valides par lot de réactif sur chacun des deux instruments du Tigris DTS
System. Sur le site externe, deux opérateurs ont effectué trois listes de travail valides chacun
par lot de réactif sur un instrument du Tigris DTS System. Une liste de travail consistait en
contrôles de série et six panels de 12 membres.
La reproductibilité a été déterminée en calculant la concordance entre les résultats finaux du
test et le résultat attendu pour chaque membre du panel. La reproductibilité a également été
évaluée en calculant le SD (écart-type) et le coefficient de variation (CV) du signal concernant
les sites, opérateurs, lots et listes de travail. Les CV n’ont pas été calculés pour les membres
des panels négatifs à CT en raison des valeurs de signal faibles qui pourraient théoriquement
équivaloir à zéro. Le Tableau 13 donne les résultats de la reproductibilité. Tous les résultats
du test Aptima CT sur le Tigris DTS System ont concordé avec les résultats attendus. Les
valeurs CV étaient inférieures ou égales à 3,4 %. Ces données indiquent une reproductibilité
excellente du test Aptima CT en utilisant le Tigris DTS System.
Tableau 13 : Données de précision pour le Tigris DTS System
D’une liste de Dans une même
D’un utilisateur à
D’un lot à l’autre
D’un site à l’autre
Moyenne
travail
à l’autre liste de travail
l’autre
%
RLU
1
1
1
Concord.
SD
CV
CV
SD
CV
SD
CV
SD
CV
SD
(x1 000)
(x1 000)
(%)
(%) (x1 000) (%) (x1 000) (%)
(x1 000)
(%)
(x1 000)
Conc.
(fg d’ARNr
par test)
n
0
863
2,9
100
1,4
S.O.
0,3
S.O.
0,0
S.O.
0,2
S.O.
2,2
S.O.
5
432
7 041
100
32,0
0,5
217
3,1
63,7
0,9
174
2,5
206
2,9
50
433
2
7 090
100
0,0
0,0
224
3,2
93,1
1,3
168
2,4
189
2,7
500
4313
7 130
100
0,0
0,0
240
3,4
96,9
1,4
164
2,3
217
3,0
5 000
432
7 152
100
0,0
0,0
208
2,9
85,7
1,2
179
2,5
211
3,0
Concord. = concordance; Conc. = concentration; CV (%) = coefficient de variation; S.O. = ne s’applique pas aux échantillons négatifs
RLU = unité relative de lumière; SD = écart-type.
1
Des valeurs SD et CV sont établies à 0 et 0,0 %, respectivement, selon le modèle des effets aléatoires, si la variabilité due à cette
source par rapport aux erreurs aléatoires et/ou à la variation d’autres sources est numériquement négative.
2
Une liste de travail comportait 1 réplicat supplémentaire d’un membre du panel avec 50 fg d’ARNr/test.
3
Il manquait 1 réplicat d’un membre du panel avec 500 fg d’ARNr/test.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Performance analytique du Tigris DTS System
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Consulter Performance analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Panther System.
Étude de l’équivalence de la sensibilité analytique
Les panels de sensibilité des groupes d’échantillons endocervicaux sur écouvillon, les groupes
d’échantillons vaginaux sur écouvillon, les groupes d’échantillons d’urine et les pools
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été préparés avec un ARNr de CT
équivalent à 1 IFU par test (7,25 IFU/écouvillon et 5 IFU/mL d’urine) et 60 réplicats ont été
testés sur le Tigris DTS System. Le pourcentage de positivité (IC à 95 %) pour le Tigris DTS
System était de 100 % (95,1–100) pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon, de 100 %
(95,1–100) pour les prélèvements vaginaux, de 100 % (95,1–100) pour les prélèvements
d’urine et de 100 % (95,1–100) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Étude clinique des panels enrichis avec de l’ARNr de CT
L’étude clinique des panels enrichis avec de l’ARNr de CT a évalué la concordance entre les
deux systèmes (Tigris DTS System et DTS Systems) en utilisant six panels cliniques préparés
de CT Hologic enrichis avec entre 0 et 5 000 fg d’ARNr/test de CT. Les panels cliniques de
CT ont été créés à partir d’échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux sur écouvillon,
d’échantillons d’urine masculins et féminins, et d’échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt dont les résultats au test Aptima CT étaient négatifs avec les DTS Systems
lorsqu’ils ont été testés chez Hologic. Les échantillons négatifs ont été groupés par type
d’échantillon, ensemencés ou non ensemencés avec de l’ARNr de CT et aliquotés comme
réplicats de chaque échantillon du panel. Les réplicats de chacun des 6 membres du panel
ensemencés avec des concentrations d’ARNr différentes ont été combinés pour créer un panel
clinique pour chaque type de prélèvement. Chaque panel contenait un total de 132 réplicats.
LeTableau 14 indique le pourcentage de concordance pour chaque concentration d’ARNr
dans les panels respectifs des écouvillons endocervicaux, écouvillons vaginaux, écouvillons
urétraux, échantillons d’urine masculins, échantillons d’urine féminins et échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt avec les résultats CT attendus pour le Tigris DTS System
et les DTS Systems. La concentration s’échelonnait de 1 log en-dessous à 3 logs au-dessus
de fg d’ARNr/test de CT. Le Tableau 14 indique également les pourcentages de concordance
globale de l’étude des panels cliniques entre le Tigris DTS System et les DTS Systems.
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Aptima
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Tableau 14 : Étude clinique de la concordance des panels enrichis avec de l’ARNr de CT
Échantillon
Membre du
panel
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
0,5
30
100
100
Faible
5
30
100
100
Moyen
50
30
100
100
Élevé
5 000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
0,5
30
100
100
Faible
5
30
100
100
Moyen
50
30
100
100
Élevé
5 000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
0,5
30
100
100
Faible
5
30
100
100
Moyen
50
30
100
100
Élevé
5 000
30
100
100
Sans cible
0
12
91,7 (11/12)
100
Très faible
0,5
30
100
100
Faible
5
30
100
100
Moyen
50
30
100
100
Élevé
5 000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
0,5
30
100
100
Faible
5
30
100
100
Moyen
50
30
100
100
Élevé
5 000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
0,5
30
100
100
Faible
5
30
100
100
Moyen
50
30
100
100
Élevé
5 000
30
100
100
Endocervical
Écouvillon
% de concordance
% concordance % concordance
Concentration
globale entre Tigris
Réplicats
Tigris
DTS
(fg d’ARNr/test)
et DTS (IC à 95 %)
Vaginal
Uréthral
Homme
100 (97,2–100)
100 (97,2–100)
100 (97,2–100)
99,2 (95,9–100)
Urine
Femme
Échantillon de frottis
milieu liquide PreservCyt
100 (97,2–100)
100 (97,2–100)
IC = intervalle de confiance.
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Performance analytique du Tigris DTS System
™
Étude de l’équivalence de la spécificité analytique
Pour un test d’amplification de l’acide nucléique, la spécificité analytique concernant les
organismes individuels est en grande partie déterminée par la chimie du test (par ex., séquences
d’oligonucléotides) plutôt que par la plate-forme. Étant donné que les réactifs du test CT sont
identiques entre le Tigris DTS System et les DTS Systems, les expérimentations de spécificité
analytique sur le Tigris DTS System étaient destinées à porter sur les isolats de culture les
plus complexes. Parmi ces organismes figuraient ceux qui sont connus pour avoir une réactivité
croisée dans d’autres tests d’amplification. Vingt-quatre (24) isolats de culture ont été
sélectionnés à partir du panel d’organismes du Tableau 11, y compris 3 organismes qui sont
étroitement apparentés à CT Tous les organismes testés ont donné des résultats négatifs sur
le Tigris DTS System.
Étude de l’équivalence des substances interférentes
Le sang total, une substance que l’on trouve couramment dans les échantillons urogénitaux
et connue pour interférer avec certains tests d’amplification, a été utilisé pour démontrer que
le Tigris DTS System tolère des taux de substances potentiellement interférentes similaires à
ceux des DTS Systems. Du sang frais a été ajouté aux groupes d’échantillons cliniques et
vaginaux sur écouvillon, d’urine, et de frottis en milieu liquide PreservCyt, puis testés pour
rechercher une éventuelle interférence au test en l’absence et en présence de la cible CT
avec un ARNr estimé équivalent à une IFU de CT/test (5 fg/test) Les concentrations d’ARNr
équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule
de chaque organisme. Les échantillons ont été testés sur deux Tigris DTS Systems. Tous les
échantillons contenant de l’acide nucléique cible étaient positifs lorsqu’ils ont été testés à un
taux de 10 % de sang dans les échantillons cliniques sur écouvillon, les échantillons
vaginaux sur écouvillon, et les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après
traitement, et de 30 % de sang dans les échantillons d’urine. Tous les échantillons qui ne
contenaient pas la cible ont été étant négatifs à CT. Ces résultats indiquent qu’aux taux testés,
le sang total n’affecte vraisemblablement pas les résultats de CT sur le Tigris DTS System.
Études de la contamination de transfert pour le Tigris DTS System
Afin d’établir que le Tigris DTS System minimise les risques de résultats faussement positifs
liés à une contamination de transfert, une étude a été réalisée à l’aide de panels enrichis sur
trois Tigris DTS Systems. L’étude a utilisé 20 % des échantillons avec une valeur cible
élevée contenant 1 x 106 ffg d’ARNr de CT/mL, qui ont été aléatoirement répartis parmi les
80 % d’échantillons négatifs contenant le milieu de transport d’écouvillons (STM). Dans
l’étude, 576 échantillons avec une valeur cible élevée et 2 376 échantillons négatifs ont été
testés sur les trois Tigris DTS Systems. Le Tableau 15 indique que le taux de contamination
général a été en moyenne de 0,21 % (5/2 364). Au total, 12 échantillons négatifs ont été
signalés comme invalides et exclus des calculs. Une analyse distincte a été effectuée sur un
sous-ensemble de la population de l’étude constitué des échantillons négatifs testés
immédiatement à la suite des résultats positifs avec une valeur cible élevée. Le taux de
contamination de transfert de ce sous-ensemble de population était en moyenne de 0,47 %
(2/424). Concernant les résultats faussement positifs de ce sous-ensemble, le taux de
contamination de transfert a varié de 0 % à 1,43 % sur les trois Tigris DTS Systems. Ces
résultats indiquent que la contamination est minimisée sur le Tigris DTS System.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Tableau 15 : Résumé de la contamination de transfert globale avec le Tigris DTS System
Instrument
Nbre de tests
Nbre total de résultats
% de résultats CT
négatifs valides CT faussement positifs faussement positifs
Intervalles de confiance
(IC à 95 %)
Tigris 1
789
2a
0,25
0,03–0,91
Tigris 2
783
3b
0,38
0,08–1,12
Tigris 3
792
0c
0,00
0,00–0,38
Tous les instruments
2 364
5
0,21
0,07–0,49
IC = intervalle de confiance.
a
Aucun résultat CT faussement positif n’a été détecté avec l’appareil Tigris DTS System 1 directement après un
résultat positif avec une valeur cible élevée.
b
Deux résultats CT faussement positifs ont été détectés avec l’appareil Tigris DTS System 2 directement après un
résultat positif avec une valeur cible élevée.
c
Aucun résultat CT faussement positif n’a été détecté avec l’appareil Tigris DTS System 3 directement après un
résultat positif avec une valeur cible élevée.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Performance analytique du Panther System
™
Performance analytique du Panther System
Étude de reproductibilité
La reproductibilité du test Aptima CT a été évaluée dans deux laboratoires américains externes
et chez Hologic à l’aide du Panther System. Les tests ont été effectués sur une période de
six jours à l’aide de deux lots de kit de réactifs et par six utilisateurs au total (deux à chaque
site). Les membres du panel de reproductibilité ont été constitués en utilisant un STM. Les
membres du panel positif pour CT ont été créés en ajoutant des cellules au milieu de transport
des échantillons afin d’obtenir des membres du panel avec les concentrations ciblées
attendues (très faiblement positif, faiblement positif ou positif).
Le Tableau 16 présente, pour chaque membre du panel, les données de RLU pour ce qui est
des valeurs moyennes, de l’écart-type (SD) et du coefficient de variation (CV) entre sites,
entre utilisateurs, entre lots, entre séries, au sein d’une même série et de manière globale.
Le pourcentage de concordance avec les résultats attendus est également présenté. Les
échantillons ayant des résultats valides ont été inclus dans les analyses.
Tableau 16 : Données de reproductibilité du Panther System
Membre Concor%
du panel dants/N Concord.
Négatif
Moyenne
RLU
(x1 000)
D’un site
à l’autre
D’un
opérateur
à l’autre
D’un lot
à l’autre
D’une série
à l’autre
Intrasérie
Total
SD
CV
(x1 000) (%)
SD
CV
(x1 000) (%)
SD
CV
(x1 000) (%)
SD
CV
(x1 000) (%)
SD
CV
(x1 000) (%)
SD
CV
(x1 000) (%)
107/1071
100
1,5
0,8
49,7
0,0
0,0
0,0
0,0
0,1
4,9
1,5
101,1
1,7
112,8
Très
faiblement 108/108
positif
100
7 339,0
272,0
3,7
0,0
0,0
80,0
1,1
98,2
1,3
142,0
1,9
331,9
4,5
Faible
Positif
108/108
100
7 387,6
307,8
4,2
0,0
0,0
97,9
1,3
139,9
1,9
114,0
1,5
370,0
5,0
Positif
107/1071
100
7 424,4
285,6
3,8
39,6
0,5
136,9
1,8
91,3
1,2
138,7
1,9
359,8
4,8
Concord. = concordance; CV = coefficient de variation; N = nombre de membres du panel; SD = écart-type.
Un résultat invalide a été exclu de l’analyse.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la
variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec l’écart-type et le %CV est fixée à zéro.
1
Étude de sensibilité analytique
La sensibilité analytique du test Aptima CT a été évaluée en utilisant trois matrices
d’échantillons représentatives. Il s’agissait d’échantillons d’urine, d’échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt, d’échantillons vaginaux sur écouvillon et du STM. Les panels ont
été constitués en enrichissant l’ARNr de CT dans des groupes de ces matrices à des
concentrations équivalentes d’ARNr de 0,25 IFU/mL et 2,5 IFU/mL (0,5 fg/test et 5 fg/test). Ces
panels ont été analysés sur trois Panther Systems avec deux lots de réactifs dans des réplicats
de 60 par membre du panel. La concordance positive avec les résultats attendus a été calculée.
La concordance avec les résultats attendus était de 100 % (IC à 95 % : 95,7–100 %) pour
tous les panels d’urine, tous les panels de frottis en milieu liquide PreservCyt, pour tous les
panels des écouvillons vaginaux et pour tous les panels STM. Le seuil de sensibilité
analytique du test Aptima CT est de 2,5 IFU/mL.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
™
Performance analytique du Panther System
Spécificité analytique
La spécificité analytique n’a pas été analysée sur le Panther System. Veuillez vous référer
au chapitre Performance analytique du Tigris DTS System pour l’Étude de l’équivalence de
la spécificité analytique.
Substances interférentes
Les substances interférentes n’ont pas été analysées sur le Panther System. Se référer au
chapitre Performance analytique du Tigris DTS System pour l’Étude de l’équivalence des
substances interférentes.
Études de contamination par transfert pour le Panther System
Une étude analytique échelonnée a été réalisée en utilisant des panels ensemencés sur six
Panther Systems. La contamination de transfert a été évaluée en répartissant des échantillons
avec un titre élevé de CT parmi les échantillons négatifs (environ 20 % du total). Les séries
comprenaient des regroupements d’échantillons fortement positifs et des regroupements
d’échantillons négatifs ainsi que des échantillons fortement positifs isolés répartis dans la
série. Des échantillons à titre élevé ont été créés avec de l’ARNr de CT ensemencé dans du
STM pour donner une concentration finale de 5 x 105 fg ARNr/réaction (concentration
équivalente d’ARNr de 2,5 x 105 IFU/mL). L’analyse a été réalisée pour 5 séries sur trois
Panther Systems pour, au total, 5 878 échantillons négatifs. Le taux de contamination de
transfert global était de 0,19 % avec un intervalle de confiance de 95 % de 0,10–0,33 %.
Test Aptima pour Chlamydia trachomatis
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Aptima
Bibliographie
™
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