Aptima Combo 2™ Test Aptima Combo 2 ™ Pour diagnostic in vitro. Réservé à l’exportation américaine. Renseignements généraux . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .2 Usage prévu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .2 Résumé et explication du test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .2 Principes de la procédure . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .4 Avertissements et précautions . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .5 Conditions de conservation et de manipulation des réactifs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .8 Prélèvement et conservation des échantillons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .9 Interprétation du test — CQ/Résultats patients . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .39 Limites . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .42 Valeurs attendues pour les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .45 DTS Systems Performance clinique . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .47 Performance analytique des DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .70 Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System . . . . . . . . . . . .74 Performance analytique du Tigris DTS System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .80 Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux . . . . 83 Performance analytique du Panther System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .91 Bibliographie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .94 DTS™ Systems Tigris™ DTS™ System DTS Systems ...................................................................12 Tigris DTS System ..........................................................25 Réactifs et matériel fournis ...........................................12 Réactifs et matériel fournis ...........................................25 Matériel requis et disponible séparément .....................13 Matériel requis et disponible séparément .....................26 Matériel facultatif ..........................................................14 Matériel facultatif ..........................................................27 Procédure de test à l’aide des DTS Systems ...............15 Procédure de test pour le Tigris DTS System ..............27 Remarques concernant la procédure ...........................21 Remarques concernant la procédure ...........................30 Panther™ System Panther System ...............................................................32 Réactifs et matériel fournis ...........................................32 Matériel requis et disponible séparément .....................33 Matériel facultatif ..........................................................35 Procédure de test pour le Panther System ...................35 Remarques concernant la procédure ...........................38 Test Aptima Combo 2 1 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux Renseignements généraux Usage prévu Le test Aptima Combo 2™ est un test par sonde d’acide nucléique pour l’amplification de cible qui utilise la capture de cible pour la détection qualitative et la différenciation in vitro de l’ARN ribosomique (ARNr) de Chlamydia trachomatis (CT) et/ou de Neisseria gonorrhoeae (GC). Ce test facilite le diagnostic des infections à Chlamydia et/ou gonococciques au moyen du Tigris™ DTS™ System ou du Panther System™, ou en utilisant des DTS Systems semi-automatiques, comme indiqué. Ce test peut être employé pour analyser les échantillons suivants provenant d’individus symptomatiques et asymptomatiques : échantillons endocervicaux ou vaginaux féminins et échantillons urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon; échantillons d’urine féminins et masculins. Le test peut être utilisé pour vérifier les échantillons prélevés par les patientes à l’aide d’un écouvillon vaginal et provenant d’individus symptomatiques1. Ce test est aussi prévu pour être utilisé avec les tests d’échantillons gynécologiques de patientes à la fois symptomatiques et asymptomatiques. Les échantillons cervicaux provenant de patientes à la fois symptomatiques et asymptomatiques collectés dans les flacons PreservCyt™ Solution peuvent être testés avant ou après le traitement du frottis. Seuls les échantillons traités avec les systèmes ThinPrep™ 2000 et ThinPrep 5000 peuvent être testés après le frottis. Sur le Panther System, le test peut être employé pour vérifier des échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon. 1 Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option de dépistage chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué. Le kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima™ n’a pas été évalué pour une utilisation à domicile. Résumé et explication du test En 2015, l’Agence de la santé publique du Canada a recensé, sur le territoire canadien, un nombre de cas de nouvelles infections à CT estimé à 116 499 (325 cas sur 100 000) et un nombre de cas de nouvelles infections à GC estimé à 19 845 (55,4 cas sur 100 000). Comparativement à 2010, les données indiquent une augmentation de 65,4 % des cas d’infections à GC et une hausse de 16,7 % des cas d’infections à CT (10). Les Chlamydiae sont des bactéries intracellulaires strictes, non motiles et gram-négatives. L’espèce CT se compose de quinze sérotypes (A, B, Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et L3) susceptibles de provoquer des maladies chez l’homme (52). Les sérotypes D à K constituent la principale cause d’infections génitales à chlamydia chez l’homme et la femme (40). C. trachomatis peut provoquer des urétrites, des épididymites, des rectites, des cervicites, des salpingites aiguës et des atteintes inflammatoires pelviennes (AIP) non gonococciques (7, 24, 42, 43). Les infections à C. trachomatis sont souvent asymptomatiques chez l’homme et la femme. Les enfants nés de mères infectées présentent un risque sensiblement plus élevé de conjonctivites à inclusions et de pneumonies à chlamydia (1, 18, 41). Traditionnellement, plusieurs méthodes de détection de CT ont été utilisées en laboratoire clinique, notamment la culture de cellules, l’épreuve d’immunofluorescence directe et l’épreuve immunoenzymatique. Parmi les méthodologies plus récentes de détection de CT figurent les tests de sonde d’ADN directs ainsi que les tests d’amplification de l’acide nucléique (TAAN) à l’aide de sondes d’ADN. Auparavant, la culture de cellules était considérée comme la « norme de référence » pour la détection de CT. Bien que la culture soit particulièrement précise, les publications scientifiques ont démontré que les technologies TAAN à l’aide de sondes d’ADN offrent une sensibilité clinique supérieure aux cultures (6, 15, 26, 46). En raison de sa sensibilité clinique plus faible et d’une performance variable d’un laboratoire à l’autre, la culture a été remplacée dans de nombreux laboratoires par les tests de sonde d’ADN directs et les TAAN. Test Aptima Combo 2 2 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux N. gonorrhoeae est l’agent responsable des maladies gonococciques. Les N. gonorrhoeae sont des diplocoques Gram-négatifs non motiles. La majorité des infections gonococciques prennent la forme d’infections du tractus génital inférieur dénuées de complications et peuvent être asymptomatiques. Toutefois, si elles ne sont pas traitées chez la femme, ces infections peuvent remonter vers l’utérus et provoquer des atteintes inflammatoires pelviennes (AIP). Ces AIP se manifestent sous forme d’endométrites, de salpingites, de pelvipéritonites et d’abcès ovario-tubaires. Chez l’homme, la gonococcie peut se voir amplifiée par une épididymite. Dans de rares cas, elle peut entraîner une infertilité (6). Un faible pourcentage des personnes souffrant d’infections gonococciques peut développer des infections gonococciques disséminées (DGI) (23, 31). Le diagnostic conventionnel de l’infection à GC nécessite l’isolation de l’organisme dans un support sélectif ou l’observation des diplocoques sur des frottis à coloration de Gram (25). Les méthodes de culture peuvent offrir une bonne sensibilité clinique, mais elles dépendent fortement de la qualité de la manipulation des échantillons. De mauvaises conditions de conservation ou de transport des échantillons peuvent affecter la viabilité des organismes et donner des résultats faussement négatifs. En outre, des techniques d’échantillonnage médiocres, du matériel d’échantillonnage toxique et l’inhibition de la croissance par des composants de sécrétion corporelle peuvent également entraîner des résultats faussement négatifs (12, 27). Mis à part les cultures, les méthodes pour la détection de GC comprennent les tests de sonde d’ADN directs ainsi que les TAAN. Les infections à CT et à GC peuvent se manifester avec des symptômes de cervicites, de vulvovaginites, d’urétrites, de pharyngites ou de rectites. Compte tenu des taux élevés d’infections concomitantes, des échantillons doivent être prélevés afin d’établir le diagnostic d’infections gonococciques et à Chlamydia. Les TAAN constituent les tests les plus sensibles et les plus spécifiques pour le dépistage systématique et le diagnostic des cas symptomatiques. Les échantillons admissibles pour le diagnostic d’infections génitales incluent les écouvillons vaginaux, les échantillons d’urine, les écouvillons urétraux et endocervicaux. Les échantillons auto-prélevés sur écouvillon vaginal en milieu clinique sont admis lorsqu’un examen pelvien n’est pas justifié ni accepté. Selon les données, les TAAN permettent d’identifier autant, voire un plus grand nombre de femmes infectées en utilisant des écouvillons vaginaux comparé aux écouvillons cervicaux ou urétraux ou aux échantillons d’urine (9). En particulier, de nombreux patients atteints d’infections gonococciques ou à Chlamydia rectales ou pharyngées sont asymptomatiques et ne présentent aucune infection génitale simultanée. Par conséquent, elles ne pourraient pas être diagnostiquées sans la réalisation d’un test au niveau de ces réservoirs anatomiques potentiels (28). De récentes directives, telles que le Rapport de recommandations sur les tests en laboratoire MMWR 2014 des CDC (2014 MMWR Laboratory Testing Recommendation Report) et les Lignes directrices canadiennes sur les infections transmissibles sexuellement de l’ASPC, recommandent les TAAN validés comme méthode de choix pour détecter des infections à Chlamydia trachomatis et à Neisseria gonorrhoeae au niveau des sites rectaux et oropharyngés. La première génération de TAAN pour CT et GC présentait des problèmes techniques qui en ont limité la performance. Ces problèmes étaient notamment liés à la difficulté de traitement des échantillons et à leur inhibition pouvant introduire des résultats faussement négatifs (11, 16, 21, 29, 39, 47, 50, 51). Le test Aptima Combo 2 est un TAAN de deuxième génération qui utilise les technologies de capture de cible, d’amplification par transcription (Transcription-Mediated Amplification, TMA™), ainsi que le double test cinétique (Dual Kinetic Assay, DKA) pour simplifier le traitement des échantillons, amplifier l’ARNr cible et détecter l’amplicon, respectivement. Des études récentes comparant la performance et l’inhibition des échantillons avec divers systèmes d’amplification ont démontré les avantages des Test Aptima Combo 2 3 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux technologies de capture de cible, de la TMA et du DKA (13, 19). Le test Aptima Combo 2 détecte les ARNr de CT et/ou de GC dans les échantillons endocervicaux, vaginaux, pharyngés, rectaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon, les échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, et les échantillons d’urine masculins et féminins provenant d’individus symptomatiques et asymptomatiques. Principes de la procédure Le test Aptima Combo 2 associe les technologies de capture de cible, de la TMA et du DKA. Les échantillons sont collectés et transférés dans leurs tubes de transport d’échantillon respectifs. Les solutions de transport de ces tubes libèrent les cibles d’ARNr et les empêchent de se détériorer pendant la période de conservation. Lorsque le test Aptima Combo 2 est réalisé en laboratoire, les molécules de l’ARNr cibles sont isolées à partir des échantillons à l’aide d’oligomères de capture par la méthode dite de « capture de cible » qui fait appel à des microparticules magnétiques. Les oligomères de capture contiennent les séquences complémentaires à des régions précises des molécules cibles de même qu’une chaîne de résidus de désoxyadénosine. Un oligomère de capture distinct est utilisé pour chaque cible. Lors de l’étape d’hybridation, les régions spécifiques de la séquence des oligomères de capture se fixent sur des régions précises des molécules cibles. Le complexe oligomère de capture/cible est ensuite capturé hors de la solution par la réduction de la température de la réaction à température ambiante. Cette réduction de température permet à l’hybridation de se produire entre la région désoxyadénosine de l’oligomère de capture et les molécules de poly-désoxythimidine liées par covalence aux particules magnétiques. Les microparticules, y compris les molécules cible capturées auxquelles elles sont liées, sont attirées sur la paroi du tube de réaction par des aimants, et le surnageant est aspiré. Les particules sont lavées afin d’éliminer la matrice résiduelle de l’échantillon qui peut contenir des inhibiteurs de la réaction d’amplification. Une fois les étapes de capture de cible terminées, les échantillons sont prêts à l’amplification. Les tests d’amplification de cible reposent sur la capacité des amorces d’oligonucléotides complémentaires de s’hybrider spécifiquement et de permettre l’amplification enzymatique des brins de l’acide nucléique cible. Le test Aptima Combo 2 réplique une région spécifique de l’ARNr 23S de CT et une région spécifique de l’ARNr 16S de GC via des formes intermédiaires d’ADN. On utilise un seul jeu d’amorces pour chaque molécule cible. La détection des séquences du produit de l’amplification de l’ARNr (amplicon) s’effectue par l’hybridation de l’acide nucléique. Des sondes d’ADN chimioluminescentes monocaténaires, qui sont complémentaires à une région de l’amplicon cible, sont marquées avec différentes molécules d’ester d’acridinium. Les sondes d’ADN marquées se combinent à l’amplicon pour former des hybrides ARN:ADN stables. Le réactif de sélection différencie la sonde hybridée de celle qui ne l’est pas, éliminant ainsi la génération de signal par la sonde non hybridée. Lors de l’étape de détection, la lumière émise par les hybrides ARN:ADN marqués est mesurée en signaux de photons dans un luminomètre et exprimée en unités relatives de lumière (RLU). Dans la méthode DKA, le signal est différencié selon les différences qui existent dans les profils cinétiques des sondes marquées CT et GC; ces profils cinétiques proviennent de mesures de l’émission de photons pendant la durée de lecture. La réaction de détection chimioluminescente du signal de CT a une cinétique très rapide et un profil cinétique de type « signal éclair ». La réaction de détection chimioluminescente du signal de GC est relativement plus lente et son profil cinétique est de type « signal brillant ». Les résultats du test sont déterminés par des valeurs limites basées sur les unités RLU totales et le type de courbe cinétique. Test Aptima Combo 2 4 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux Avertissements et précautions A. Pour diagnostic in vitro. B. Destiné à un usage professionnel. C. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle de la contamination avec le Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual). D. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle de la contamination avec le Panther System, consulter le Manuel de l’utilisateur du Panther System (Panther System Operator’s Manual). Recommandations concernant les laboratoires E. Le test n’a pas été évalué dans des populations de patients présentant une prévalence faible pour les infections à Chlamydiae; ainsi, la performance du test dans un environnement où la prévalence est faible n’a pas été établie. F. N’utiliser que le matériel de laboratoire jetable fourni ou recommandé. G. Appliquer les précautions de laboratoire habituelles. Ne pas manger, boire ou fumer dans les zones de travail signalées. Porter des gants jetables sans poudre, des lunettes de protection et une blouse de laboratoire pour manipuler les échantillons et les réactifs du kit. Bien se laver les mains après avoir manipulé les échantillons et les réactifs du kit. H. Avertissement : Irritant et corrosif : Éviter tout contact d’Auto Detect 2 avec la peau, les yeux et les muqueuses. Si ce liquide entre en contact avec la peau ou les yeux, les laver à l’eau. Si ce liquide est déversé, le diluer avec de l’eau avant de l’essuyer. I. Les plans de travail, les pipettes et le matériel utilisé doivent être régulièrement décontaminés à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Recommandations spécifiques aux DTS Systems J. Il est fortement recommandé de réserver un espace de travail spécifique au test DKA pour minimiser la contamination par l’amplicon lors du test. Cet espace de travail devrait être éloigné du lieu de préparation du réactif, de capture de cible et d’amplification. K. Pour éviter la contamination des différentes zones du laboratoire par l’amplicon, le sens de travail du laboratoire devrait être unidirectionnel : de la préparation des réactifs vers le DKA. Les échantillons, le matériel et les réactifs ne doivent pas être ramenés là où une étape précédente a été effectuée. De la même manière, le personnel ne devra pas retourner dans les zones de travail des étapes précédentes sans s’entourer de précautions adéquates pour éviter toute contamination. Recommandations concernant les échantillons L. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement des échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, des échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons d’urine masculins et féminins. Les échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon n’ont été validés que pour être utilisés avec le test sur le Panther System. Test Aptima Combo 2 5 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux Les échantillons gynécologiques collectés pour être préparés avec le système ThinPrep 2000 ou le système ThinPrep 5000 devraient être collectés uniquement au moyen de dispositifs de type balai ou brosse/spatule en plastique endocervicaux. M. Les dates de péremption figurant sur les kits de collecte concernent le site de collecte, et non l’établissement effectuant les tests. Les échantillons collectés avant la date de péremption du kit de collecte, puis transportés et conservés conformément à la notice du test, sont valides pour être testés même si la date de péremption du tube de prélèvement est dépassée. N. La solution PreservCyt a été validée comme milieu de remplacement pour les analyses effectuées avec le test Aptima Combo 2. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt traités avec le processeur ThinPrep 3000 ou d’autres instruments n’ont pas été évalués pour la détection de Chlamydia trachomatis et de Neisseria gonorrhoeae au moyen du test Aptima Combo 2. O. Une fois l’urine versée dans le tube de transport d’urine, le niveau de liquide de ce tube doit se situer entre les deux lignes indicatrices noires sur l’étiquette du tube. Dans le cas contraire, l’échantillon doit être rejeté. P. Observer des conditions de conservation adéquates pendant le transport des échantillons pour préserver leur intégrité. La stabilité des échantillons dans des conditions de transport autres que celles recommandées n’a pas été évaluée. Q. Les échantillons peuvent être infectieux. Respecter les précautions universelles lors de la réalisation de ce test. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de manipulation et d’élimination des déchets adéquates. Seul le personnel ayant reçu une formation adéquate pour manipuler des substances infectieuses devrait être autorisé à effectuer cette procédure de diagnostic. R. Éviter toute contamination croisée lors des étapes de manipulation des échantillons. Les échantillons peuvent contenir des taux d’organismes très importants. Veiller à éviter tout contact entre les différents récipients d’échantillons et à ne pas passer au-dessus d’un récipient ouvert en jetant le matériel usagé. Changer de gants en cas de contact avec l’échantillon. S. Si le laboratoire reçoit un tube de transport d’échantillons sur écouvillon ne contenant pas d’écouvillon ou contenant deux écouvillons, un écouvillon de nettoyage ou un écouvillon non fourni par Hologic, l’échantillon doit être rejeté. Avant de rejeter un tube de transport d’échantillons ne contenant pas d’écouvillon, vérifier qu’il ne s’agit pas d’un tube de transfert d’échantillons Aptima™, étant donné que ce type de tube ne contient pas d’écouvillon T. Dans le cas des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, effectuer leur collecte conformément aux instructions du fabricant. Les aliquotes qui ont été retirées ultérieurement du flacon de solution PreservCyt pour être analysées au moyen du test Aptima Combo 2 doivent être traitées en utilisant uniquement le kit de transfert d’échantillons Aptima™. U. Si le bouchon d’un tube de transport Aptima venait à être perforé, le liquide pourrait s’écouler sous certaines conditions. Suivre les instructions de la Procédure de test appropriée afin d’éviter cette situation. Test Aptima Combo 2 6 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux Recommandations concernant les tests V. Les performances du test Aptima Combo 2 n’ont pas été évaluées chez les adolescents de moins de 14 ans. W. Ne pas utiliser ce kit après la date de péremption. X. Ne pas échanger, mélanger ni combiner les réactifs de test des kits portant différents numéros de lot de référence. Il est possible d’utiliser les contrôles et les solutions provenant de kits Aptima portant différents numéros de lot. Recommandations spécifiques aux DTS Systems Y. Des embouts de pipette munis de filtres hydrophobes doivent être utilisés. Au moins deux pipeteurs à répétition doivent être dédiés à une utilisation pour ce test : un premier pour les étapes de capture de cible et d’amplification, et un deuxième pour les étapes du DKA. Deux micro-pipeteurs doivent être réservés à une utilisation pour ce test : un premier pour le transfert des échantillons et un deuxième pour la préparation des réactifs. Tous les pipeteurs doivent être régulièrement nettoyés conformément aux instructions indiquées sous Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques concernant la procédure. Z. Si des pipeteurs à répétition sont utilisés pour ajouter des réactifs, ne pas toucher le tube avec l’embout de la pipette afin d’éviter toute contamination d’un tube à l’autre. AA.Un mélange adéquat est nécessaire pour obtenir des résultats de test précis. Pour de plus amples détails, consulter Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques concernant la procédure. AB.Réserver des bains-marie distincts aux étapes de capture de cible, d’amplification et du DKA lors du test. AC.Les cartes de protection doivent être jetées dans le récipient à déchets immédiatement après avoir été retirées des tubes réactionnels. Des cartes de protection neuves doivent toujours être utilisées; elles ne doivent jamais être réutilisées d’une étape à l’autre. Les cartes de protection doivent être fermement apposées sur le dessus de tous les tubes de réaction. AD.L’étiquette de certains réactifs de ce kit porte des symboles de risque et de sécurité. Remarque : pour obtenir de l’information sur les mentions de danger et de mise en garde pouvant être associées aux réactifs, consulter la bibliothèque de fiches signalétiques sur la page www.hologicsds.com. Pour plus d’informations sur les symboles, consulter la légende des symboles sur www.hologic.com/package-inserts. Renseignements canadiens sur les dangers Tampon pour solution de désactivation Hydroxyde de sodium à 1 - 5 % Hypochlorite de sodium à < 1 % AVERTISSEMENT H315 - Provoque une irritation cutanée P264 - Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après manipulation P280 - Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection des yeux/du visage Test Aptima Combo 2 7 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux Huile Aptima Polydiméthylsiloxane à 95 - 100 % AVERTISSEMENT H315 - Provoque une irritation cutanée H319 - Provoque une sévère irritation des yeux P264 - Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après manipulation P280 - Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection des yeux/du visage Réactif de sélection Acide borique à 1 - 5 % AVERTISSEMENT H315 - Provoque une irritation cutanée P264 - Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après manipulation P280 - Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection des yeux/du visage Réactif de capture de cible HEPES 5 - 10 % EDTA 1 - 5 % Hydroxyde de lithium monohydraté à 1 - 5 % — — Nocif pour les organismes aquatiques, entraîne des effets néfastes à long terme. Nocif pour les organismes aquatiques. Conditions de conservation et de manipulation des réactifs A. Le tableau suivant présente les conditions de conservation et de stabilité pour les réactifs et les contrôles. Trousse ouverte (reconstituée) Conservation avant ouverture Conservation Stabilité Réactif d’amplification 2 °C à 8 °C S.O. S.O. Réactif enzymatique 2 °C à 8 °C S.O. S.O. Réactif-sonde 2 °C à 8 °C S.O. S.O. Réactif de capture de cible B 2 °C à 8 °C S.O. S.O. Réactif Solution de reconstitution d’amplification 2 °C à 30 °C 2 °C à 8 °C 30 jours Solution de reconstitution enzymatique 2 °C à 30 °C 2 °C à 8 °C 30 jours Solution de reconstitution de sonde 2 °C à 30 °C 2 °C à 8 °C 30 jours Réactif de sélection 2 °C à 30 °C 2 °C à 30 °C S.O. Réactif de capture de cible 15 °C à 30 °C 15 °C à 30 °C 30 jours Contrôle positif CT/ contrôle négatif GC 2 °C à 8 °C S.O. Flacon à dose unique Contrôle positif GC/ contrôle négatif CT 2 °C à 8 °C S.O. Flacon à dose unique Test Aptima Combo 2 8 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux B. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 15 C et 30 C (température ambiante) : Réactif de capture de cible Solution de lavage Tampon pour solution de désactivation Réactif huileux C. La préparation de réactif de capture de cible (wTCR) est stable pendant 30 jours lorsqu’il est conservé entre 15 C et 30 C. Ne pas réfrigérer. D. Une fois reconstitués, le réactif enzymatique, le réactif d’amplification et le réactif-sonde restent stables pendant 30 jours s’ils sont conservés entre 2 C et 8 C. E. Jeter tout réactif reconstitué et wTCR non utilisé au bout de 30 jours ou après la date de péremption du lot de référence si celle-ci survient avant. F. Les contrôles sont stables jusqu’à la date indiquée sur les flacons. G. Si des réactifs sont conservés en restant intégrés dans le Tigris DTS System, leur stabilité intégrée ne dépassera pas 48 heures. H. Les réactifs chargés dans le Panther System sont stables pendant 72 heures une fois chargés. I. Le réactif-sonde et le réactif-sonde reconstitué sont photosensibles. Conserver les réactifs à l’abri de la lumière. La stabilité reconstituée indiquée est basée sur une exposition de 12 heures du réactif-sonde reconstitué à deux ampoules fluorescentes de 60 W situées à 43 cm (17 po) de distance et à une température inférieure à 30 C. L’exposition du réactif-sonde reconstitué à la lumière doit être limitée en conséquence. J. Lorsqu’ils parviennent à température ambiante, certains tubes de solution contrôle peuvent être troubles ou contenir des précipités. La turbidité ou la précipitation associée à ces contrôles n’a aucune influence sur leur rendement. Les contrôles peuvent être utilisés peu importe qu’ils soient limpides ou troubles/précipités. Si l’on souhaite travailler avec des contrôles limpides, il est possible d’accélérer la solubilisation en les incubant aux valeurs maximales de la plage de température ambiante (15 °C à 30 °C). K. Ne pas congeler les réactifs. Prélèvement et conservation des échantillons Remarque : Manipuler tous les spécimens comme s’ils contenaient des agents potentiellement infectieux. Utiliser les précautions universelles. Remarque : Veiller à éviter toute contamination croisée pendant les étapes de manipulation des échantillons. Par exemple, éliminer le matériel usé sans passer au-dessus des tubes ouverts. Le test Aptima Combo 2 est conçu pour détecter la présence de CT et de GC dans les échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons endocervicaux et urétraux masculins collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons pharyngés et rectaux collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, et les échantillons d’urine masculins et féminins. Le rendement du test sur des échantillons autres que ceux collectés à l’aide des kits de collecte d’échantillons suivants n’a pas été évalué : Test Aptima Combo 2 9 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux • Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima™ pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon • Kit de collecte d’urine Aptima™ pour échantillons d’urine masculins et féminins • Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima • Kit de transfert d’échantillons Aptima (à utiliser avec les échantillons gynécologiques collectés dans la solution PreservCyt) A. Instructions de collecte Consulter la notice du test correspondant au kit de collecte d’échantillons utilisé pour les instructions concernant le prélèvement. B. Transport et conservation des échantillons avant le test 1. Échantillons génito-urinaires sur écouvillon a. Une fois l’échantillon collecté à l’aide d’un écouvillon, le transporter et le conserver dans le tube de transport d’échantillons sur écouvillon entre 2 C et 30 C jusqu’à la réalisation du test. Les échantillons doivent être testés avec le test Aptima Combo 2 dans les 60 jours qui suivent leur collecte. b. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler les échantillons urogénitaux dans le tube de transport d’échantillons sur écouvillon dans les sept jours qui suivent la collecte entre –20 C et –70 C afin de permettre la réalisation du test jusqu’à 12 mois après la collecte (voir Études de la stabilité des échantillons). 2. Échantillons extragénitaux (pharyngés et rectaux) sur écouvillon a. Une fois l’échantillon collecté à l’aide d’un écouvillon, le transporter et le conserver dans le tube de transport d’échantillons sur écouvillon entre 4 C et 30 C, ou –20 C et –70 C jusqu’à la réalisation du test. Les échantillons doivent être testés avec le test Aptima Combo 2 dans les 60 jours qui suivent leur collecte (consulter Étude de la stabilité et manipulation des échantillons extragénitaux). 3. Échantillons d’urine a. Maintenir l’échantillon d’urine à une température comprise entre 2 °C et 30 °C après le prélèvement, et le transférer dans le tube de transport d’échantillons d’urine Aptima dans les 24 heures suivant le prélèvement. Le transporter au laboratoire dans le récipient de collecte primaire ou dans le tube de transport à une température comprise entre 2 °C et 30 °C. Le conserver à une température comprise entre 2 et 30 °C et tester les échantillons d’urine traités avec le test Aptima Combo 2 dans les 30 jours suivant la collecte. b. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler les échantillons d’urine dans le tube de transport d’échantillons d’urine Aptima dans les sept jours qui suivent la collecte entre –20 C et –70 C afin de permettre la réalisation du test jusqu’à 12 mois après la collecte (voir Études de la stabilité des échantillons). 4. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt a. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt destinés aux tests CT et/ou GC doivent être utilisés en ce qui concerne la cytologie et/ou transférés dans un tube de transfert d’échantillon Aptima dans les 30 jours qui suivent leur collecte lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 30 °C (voir Études de la stabilité des échantillons). b. Si la procédure de retrait d’une aliquote ThinPrep est utilisée, se référer au Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000, ThinPrep 3000 ou ThinPrep 5000— Addendum pour obtenir des renseignements sur la procédure de retrait d’une aliquote. Transférer 1 mL de l’aliquote collectée dans un tube de transfert d’échantillon Aptima conformément à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Test Aptima Combo 2 10 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Renseignements généraux c. Si l’échantillon est analysé après un traitement à l’aide du processeur ThinPrep 2000 ou ThinPrep 5000, traiter l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt conformément au Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000 ou ThinPrep 5000 et à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Transférer 1 mL du liquide restant dans le flacon de solution PreservCyt dans un tube de transfert d’échantillon Aptima conformément à la notice de test du kit de transfert d’échantillons Aptima. d. Une fois que l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt a été transféré dans le tube de transfert d’échantillons Aptima, l’échantillon doit être testé avec le test Aptima Combo 2 dans les 30 jours s’il est conservé entre 2 °C et 8 °C ou dans les 14 jours s’il est conservé entre 15 °C et 30 °C. Si une durée de conservation plus longue est nécessaire, congelez-le dans les 7 jours suivant le transfert dans le tube de transfert d’échantillons Aptima à une température comprise entre –20 °C et –70 °C afin de permettre la réalisation du test jusqu’à 12 mois après la collecte (reportez-vous à la section Études de la stabilité des échantillons). C. Conservation des échantillons après les tests 1. Les échantillons qui ont été testés doivent être rangés dans un portoir en position verticale. 2. Les tubes de transport d’échantillons doivent être recouverts d’une nouvelle pellicule de film plastique ou d’aluminium propre. 3. Si certains des échantillons testés doivent être congelés ou envoyés, retirer les bouchons pénétrables et placer de nouveaux bouchons non pénétrables sur les tubes de transport d’échantillons. Si les échantillons doivent être expédiés dans un autre établissement pour y être testés, les températures recommandées doivent être maintenues. Avant de déboucher et de reboucher des échantillons qui ont déjà été testés, les tubes de transport d’échantillons doivent être centrifugés pendant 5 minutes à 420 FCR (force centrifuge relative) pour faire descendre la totalité du liquide au fond du tube. Éviter les éclaboussures et la contamination croisée. Remarque : Les échantillons doivent être envoyés conformément aux réglementations nationales et internationales applicables relatives au transport. Test Aptima Combo 2 11 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems DTS Systems Les réactifs du test Aptima Combo 2 pour CT et GC sont indiqués ci-dessous pour les DTS Systems. Les symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif. Réactifs et matériel fournis Kit de tests Aptima Combo 2, 100 tests (2 boîtes) (Nº de référence 301032) Boîte réfrigérée Aptima Combo 2 (boîte 1 sur 2) (à conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception) Symbole Composant Quantité A Réactif d’amplification Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de diluant. 1 flacon E Réactif enzymatique Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant. 1 flacon P Réactif-sonde Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent. 1 flacon TCR-B A Réactif de capture de cible B Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. 1 x 0,35 mL PCT/NGC Contrôle positif CT/contrôle négatif GC Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de formation des inclusions) de CT (5 fg/test*). 3 x 1,7 mL PGC/NCT Contrôle positif GC/contrôle négatif CT Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC (250 fg/test*). 3 x 1,7 mL *Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque organisme. La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de conservation) : (conserver entre 2 °C et 30 °C dès réception) Symbole Composant Quantité AR Solution de reconstitution d’amplification Solution aqueuse contenant des conservateurs. 1 x 9,3 mL ER Solution de reconstitution enzymatique Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol. 1 x 3,3 mL PR Solution de reconstitution de sonde Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent. 1 x 12,4 mL Test Aptima Combo 2 12 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de conservation) : (conserver entre 2 °C et 30 °C dès réception) Symbole S Composant Quantité Réactif de sélection Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant. 1 x 31 mL 3 Collets de reconstitution 1 paquet Cartes de protection Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (boîte 2 sur 2) (à conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception) Symbole Composant Quantité TCR Réactif de capture de cible Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en phase solide. 1 x 22 mL W Solution de lavage Solution tamponnée de HEPES à 10 mM contenant < 2 % de détergent. 1 x 402 mL DF Tampon pour solution de désactivation Solution tamponnée de bicarbonate à 800 mM. 1 x 402 mL O Réactif huileux Huile de silicone. 1 x 24,6 mL Matériel requis et disponible séparément Remarque : les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire. Nº de réf. Luminomètre Leader HC+ 104747-01 Système de capture de cible (Target Capture System, TCS) Hologic 104555 Incubateurs et vortexeurs : 2 vortexeurs multi-tubes 3 bain-maries circulateurs (62 °C ± 1 °C, 42 °C ± 1 °C, 62 °C ± 1 °C) 3 séparateurs pour bain-marie 102160G 104586 104627 OU 2 bains à chaleur sèche/vortexeurs SB100™ 105524 Des bains SB100 supplémentaires peuvent être nécessaires si le volume de tests augmente Kit Auto Detect Aptima 301048 2 pipeteurs à répétition Repeater MME-02362 2 pipeteurs, 1 000 µL RAININ PR1000 901715 Pipeteur eppendorf 20 µL à 200 µL 105726 Embouts pour pipeteur à répétition, 2,5 mL 21-381-329 (Fisher) Embouts pour pipeteur à répétition, 5,0 mL 21-381-330 (Fisher) Embouts pour pipeteur à répétition, 25,0 mL 21-381-115 (Fisher) Test Aptima Combo 2 13 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Nº de réf. Embouts, style P1000 105049 embout de diamètre spécial vendu uniquement par Hologic Embouts de pipette de 20 µL à 200 µL 705512 (Fisher) Unités de dix tubes (Ten Tube Units, TTU) TU0022 Cassette de dix embouts (Ten Tip Cassettes, TTC) 104578 Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour 301041 échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons d’urine 301040 masculins et féminins Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima 105575 Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima PRD-03546 Kit de transfert d’échantillons Aptima 301154C Kit de transfert d’échantillons Aptima - imprimable PRD-05110 Solution étalon SysCheck 301078 Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) — Récipients standard pour la collecte d’urine, sans conservateurs — Récipient en plastique à grand couvercle — Bouchons pénétrables Aptima 105668 Bouchons non pénétrables de remplacement 103036A Matériel facultatif Nº de réf. Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage 302101 pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils Kit de contrôles Aptima 301110 Solutions Aptima 302002C (Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et réactif huileux Aptima) Embouts, 1 000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide 10612513 (Tecan) TECAN Freedom EVO 100/4 900932 Platine Aptima Combo 2 pour DTS Systems 800 Platine 105200G Réservoir à réactif (quart de module de 40 mL) 104765 Réservoir à réactif divisé en deux (quart de module de 19 mL x 2) 104763 Chiffons non pelucheux — Protecteurs de paillasse à envers plastifié — Test Aptima Combo 2 14 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Procédure de test à l’aide des DTS Systems A. Préparation du matériel 1. Préparer un premier bain-marie à 62 °C ± 1 °C (pour la capture de cible et l’hybridation des amorces), un second bain-marie à 42 °C ± 1 °C (pour l’amplification), et un troisième à 62 °C ± 1 °C (pour le test DKA). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (fiche d’application SB100). 2. Avant d’entreprendre le test, nettoyer les plans de travail et les pipeteurs à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium entrer en contact avec les plans et les pipeteurs pendant au moins 1 minute et rincer avec de l’eau désionisée. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle le test sera effectué avec des protections de laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié. 3. Placer un nombre suffisant de cassettes de dix embouts dans le système de capture de cible (Target Capture System, TCS). Vérifier que la bouteille de solution de lavage du TCS est remplie de solution de lavage et que la rampe d’aspiration est branchée sur la pompe à vide. (Se référer au Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible [Target Capture System Operator’s Manual]). B. Reconstitution des réactifs Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre le transfert des échantillons. 1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde, combiner les bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à température ambiante avant de les utiliser. a. Mettre la solution de reconstitution appropriée avec le réactif lyophilisé. Les étiquettes ont différents codes de couleur afin de pouvoir les associer correctement. b. Ouvrir le flacon en verre de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon en verre (Figure 1 Étape 1). c. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et déposer le bouchon sur un plan de travail propre et couvert. d. Tout en maintenant la bouteille de solution de reconstitution fermement en position sur le banc, insérer fermement l’autre extrémité du collier dans l’ouverture du flacon de solution de reconstitution (Figure 1, Étape 2). e. Inverser lentement l’assemblage bouteille/flacon. Laisser la solution s’écouler de la bouteille de solution de reconstitution dans le flacon de verre (Figure 1, Étape 3). f. Remuer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 1, Étape 4). g. Attendre que le réactif lyophilisé se mêle à la solution, puis retourner à nouveau l’assemblage bouteille/flacon en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse (Figure 1, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille de solution de reconstitution. h. Retirer le collet de reconstitution de la bouteille (Figure 1, Étape 6). i. Test Aptima Combo 2 Reboucher la bouteille de solution de reconstitution. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de reconstitution sur l’étiquette (Figure 1, Étape 7). 15 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems j. Jeter le collet de reconstitution et le flacon (Figure 1, Étape 8). . Figure 1. Processus de reconstitution pour les DTS Systems 2. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 C et 30 C) avant le début du test. Si le réactif-sonde contient un précipité qui ne se remet pas en solution à température ambiante, le chauffer à 62 C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Après la remise en suspension, mélanger doucement par retournement en veillant à ne pas former de mousse. Remarque : Ces retournements devraient être effectués chaque fois qu’un précipité se forme dans la solution, que ce soit par chauffage à 62 C ou par réchauffement à température ambiante. 3. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR) a. Transférer 20 mL de TCR dans un récipient propre et sec de la taille appropriée et réservé à cet effet. b. À l’aide d’un micro-pipeteur, ajouter 200 µL de TCR-B au TCR. c. Faire tournoyer la solution pour bien la mélanger. d. Mettre une étiquette sur ce récipient. Noter les initiales de l’utilisateur, la date de préparation et les deux numéros de lot. Remarque : Pour un petit nombre de réactions (échantillons et contrôles), utiliser la formule suivante pour calculer les volumes de TCR et TCR-B : Volume du TCR (mL) = (nombre de réactions + 5 réactions supplémentaires) x 0,1 mL Volume du TCR-B (mL) = Volume du TCR (mL)/100 C. Capture de cible Le pipeteur à répétition utilisé pour la capture de cible et l’amplification doit être réservé à ces étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions pour de plus amples renseignements. Installation des portoirs 1. Laisser les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant toute procédure. 2. Ne pas passer au vortex les échantillons. Test Aptima Combo 2 16 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems 3. Confirmer visuellement que chaque tube d’échantillon répond à un des critères suivants : a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon unisexe. b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal. c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de transport d’échantillons d’urine. d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. 4. Vérifier les tubes d’échantillon avant de les perforer : a. Si un tube d’échantillon contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles. b. Si le tube d’échantillon présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon. c. Si le niveau de liquide dans un tube d’échantillon d’urine ne se situe pas entre les deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube trop rempli. d. Si un tube d’échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 C jusqu’à 5 minutes. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon. Remarque : Le non-respect des étapes 4a–c peut entraîner l’écoulement de liquide par le bouchon du tube d’échantillon. 5. Si des échantillons munis de bouchons standard (non pénétrables) sont testés, ils doivent être centrifugés pendant 5 minutes à 420 FCR (force centrifuge relative) pour que la totalité du liquide s’écoule au fond du tube avant de les déboucher. Éviter les éclaboussures et la contamination croisée. 6. Placer un nombre suffisant d’unités de dix tubes (Ten Tube Unit, TTU) pour les contrôles et les échantillons dans le portoir pour unités de dix tubes (TTU). 7. Si l’on souhaite établir une liste de travail, en créer une à ce moment-là. Pour créer une liste de travail, consulter le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima (Aptima Assay Software Operator’s Manual). 8. Bien mélanger la solution wTCR. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 100 µL dans chaque tube de réaction. 9. Pour utiliser le logiciel de test Aptima comme il se doit, le contrôle positif CT/contrôle négatif GC doit être placé dans la première position de la première TTU. a. Tenir le tube de contrôle positif CT/contrôle négatif GC dans une main ou le laisser dans un portoir. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC ». À l’aide d’un micro-pipeteur, perforer le bouchon en veillant à ne pas enfoncer l’embout au fond du tube. Ajouter 400 µL de contrôle positif CT/contrôle négatif GC dans le premier tube de réaction. b. En procédant de la même manière et à l’aide d’un nouvel embout de pipette, ajouter 400 µL de contrôle positif GC/contrôle négatif CT au second tube de réaction. L’étiquette de ce second contrôle est bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT NCT ». Test Aptima Combo 2 17 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems 10. Continuer la préparation du portoir en ajoutant 400 µL à chaque échantillon dans les tubes de réaction restants. Utiliser un nouvel embout de pipette pour chaque échantillon et chaque contrôle. Le volume d’échantillon ou de contrôle pouvant être ajouté à un tube de réaction est de 400 µL ± 100 µL. Voir Remarques concernant la procédure, Pipetage des contrôles et des échantillons pour de plus amples renseignements. Capture de cible L’utilisation du système de capture de cible (Target Capture System) Hologic est décrite dans le Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System Operator’s Manual). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/ Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du SB100. 11. Couvrir les TTU de cartes de protection et agiter délicatement le portoir manuellement. Ne pas passer au vortex. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 30 ± 5 minutes. 12. Retirer le portoir du bain-marie et sécher le fond des tubes sur un matériau absorbant. 13. Vérifier que les cartes de protection sont fermement positionnées. Au besoin, les remplacer par de nouvelles cartes de protection et fermer hermétiquement les TTU. 14. Vortexer le portoir pendant 60 secondes sur le vortexeur (mélangeur à tourbillon multi-tubes). Consulter Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples détails. Commencer l’agitation au vortex du portoir dans les 2 minutes qui suivent son retrait du bain-marie. 15. Sans retirer les cartes de protection, incuber le portoir à température ambiante pendant 30 ± 5 minutes. 16. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes. 17. Amorcer la conduite de la pompe du poste de distribution en pompant la solution de lavage dans la rampe de distribution. Pomper une quantité suffisante de liquide dans le système afin qu’il ne reste aucune bulle d’air dans la tubulure et que les dix têtes distribuent un flux régulier de liquide. 18. Mettre la pompe à vide en marche et débrancher la rampe d’aspiration du premier connecteur situé entre la rampe d’aspiration et la bouteille piège. S’assurer que la jauge de vide satisfait les spécifications du test de fuite.2 Il est possible que 15 secondes soient nécessaires pour obtenir une lecture. Rebrancher la rampe d’aspiration et vérifier que la jauge de dépression soit conforme à la spécification du niveau de dépression. Ne pas éteindre la pompe à vide avant que toutes les étapes de la capture de cible soient terminées et que la tubulure de la rampe d’aspiration soit sèche. 19. Fixer fermement la rampe d’aspiration au premier jeu d’embouts. Aspirer tout le liquide en abaissant les embouts dans la première TTU jusqu’à ce qu’ils touchent brièvement le fond des tubes. Ne pas maintenir les embouts en contact avec le fond des tubes. 20. Une fois l’aspiration terminée, éjecter les embouts dans leur TTC d’origine. Recommencer les étapes d’aspiration pour les TTU restantes en utilisant un embout dédié par échantillon. 21. Placer la rampe de distribution sur chaque TTU et, à l’aide de la pompe du poste de distribution, verser 1,0 mL de solution de lavage dans chacun des tubes de la TTU. 22. Couvrir les tubes d’une carte de protection et retirer le portoir de la base magnétique du TCS. Passer au vortex le portoir une fois sur le vortexeur multi-tubes. Consulter Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples détails. 23. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes. 2 Consulter la Fiche des spécifications de dépression du système de capture située au verso du Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System Operator’s Manual) ou communiquer avec le Service technique. Test Aptima Combo 2 18 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems 24. Aspirer tout le liquide comme aux Étapes 19 et 20. 25. Après l’aspiration finale, retirer le portoir de la base magnétique du TCS et inspecter visuellement les tubes pour vérifier que le liquide a été totalement aspiré et que tous les tubes contiennent un culot de particules magnétiques. S’il reste visiblement du liquide, remettre le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 2 minutes et refaire l’aspiration pour cette TTU en utilisant les mêmes embouts que ceux utilisés précédemment avec chaque échantillon. Remarque : Si un culot de particules magnétiques est visible une fois l’aspiration terminée, le tube peut être accepté. Si aucun culot n’est visible, l’échantillon doit être testé à nouveau. Si le même échantillon ne contient pas de culot de particules magnétiques à cette étape lors d’une série ultérieure, cela peut indiquer un problème lié à l’échantillon. Il est alors recommandé d’effectuer une nouvelle collecte de l’échantillon. D. Amplification Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du SB100. 1. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 75 µL de réactif d’amplification reconstitué dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels du portoir devraient maintenant avoir une teinte rouge. 2. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 200 µL de réactif huileux dans chaque tube de réaction. 3. Couvrir les tubes d’une carte de protection et les passer au vortex sur le vortexeur multi-tubes. 4. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 10 ± 5 minutes. 5. Transférer le portoir dans un bain-marie à 42 °C ± 1 °C et incuber pendant 5 ± 2 minutes. 6. Une fois le portoir dans le bain-marie, retirer soigneusement la carte de protection et, à l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 25 µL du réactif enzymatique reconstitué dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant avoir une teinte orange. 7. Couvrir immédiatement les tubes d’une nouvelle carte de protection, retirer le portoir du bain-marie et mélanger les tubes de réaction en agitant délicatement le portoir manuellement. 8. Incuber le portoir à 42 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 60 ± 15 minutes. E. Double test cinétique (Dual Kinetic Assay, DKA) Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du SB100. Le pipeteur à répétition utilisé pour l’hybridation et la sélection doit être réservé à ces étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions. 1. Hybridation a. Retirer le portoir du bain-marie et le transférer dans la zone de test DKA. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 100 µL du réactif-sonde reconstitué dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant avoir une teinte jaune. b. Couvrir les tubes d’une carte de protection et passer au vortex le portoir sur le vortexeur multi-tubes. c. Incuber le portoir dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 20 ± 5 minutes. d. Retirer le portoir du bain-marie et laisser incuber à température ambiante pendant 5 ± 1 minutes. Test Aptima Combo 2 19 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems 2. Sélection a. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 250 µL de réactif de sélection dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant avoir une teinte rouge. b. Couvrir les tubes avec une carte de protection, passer au vortex le portoir pendant 10 secondes ou jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme, puis l’incuber le dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 10 ± 1 minutes. c. Retirer le portoir du bain-marie. 3. Détection La détection doit être effectuée entre 18 °C et 28 °C. a. Incuber le portoir entre 18 °C et 28 °C pendant 15 ± 3 minutes. Remarque : Cette plage de température est indispensable pour le rendement du test. b. Pour utiliser le luminomètre Leader HC+ et le logiciel de test Aptima, consulter le Manuel de l’utilisateur du luminomètre Leader HC+ (Leader HC+ Luminometer Operator’s Manual) ainsi que le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima (Aptima Assay Software Operator’s Manual). c. Vérifier que les volumes d’Auto Detect 1 et d’Auto Detect 2 sont suffisants pour procéder aux tests. d. Préparer le luminomètre Leader HC+ en plaçant une TTU vide dans la position de cassette numéro 1 et effectuer le protocole Wash (lavage). e. Charger les TTU dans le luminomètre. f. Se connecter à l’ordinateur. Cliquer sur New Run (nouvelle série), choisir le protocole de test Aptima Combo 2 puis entrer le nombre de tubes (contrôles et échantillons). Cliquer sur Next (suivant) pour commencer la série. Remarque : La série doit être complétée dans les 2 heures qui suivent la fin de l’incubation de l’étape de sélection. g. Préparer une solution de désactivation en mélangeant un volume équivalent d’hypochlorite de sodium dosé de 5 % à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) et de tampon pour solution de désactivation dans un récipient en plastique à grand couvercle. Mettre une étiquette et inscrire la date de péremption sur le récipient en plastique. La solution de désactivation est stable pendant 4 semaines à température ambiante. Jeter la solution de désactivation une fois les 4 semaines écoulées ou après avoir désactivé 100 échantillons traités (si cela survient avant). h. Après avoir retiré les TTU utilisées du luminomètre, les placer dans le récipient de solution de désactivation. Laisser les TTU dans le récipient pendant 15 minutes avant de les jeter. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de manipulation et d’élimination des déchets adéquates. Test Aptima Combo 2 20 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Remarques concernant la procédure A. Contrôles Pour utiliser le logiciel de test Aptima comme il se doit, le contrôle positif CT/contrôle négatif GC doit être placé dans la première position de la première TTU. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC ». Le contrôle positif GC/contrôle négatif CT doit être placé dans la seconde position de la première TTU. Le contrôle porte une étiquette bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT NCT ». S’ils sont placés dans la mauvaise position, la série échouera. Tout contrôle supplémentaire doit être entré en tant qu’échantillon de patient et l’utilisateur doit veiller à ce qu’il soit acceptable. B. Pipetage des contrôles et des échantillons Le volume de contrôle ou d’échantillon ajouté au tube de réaction doit être de 400 µL ± 100 µL. Il est recommandé d’inspecter visuellement le volume pipeté dans le tube de réaction pour veiller à ce que le volume transféré soit adéquat. Le volume de contrôle ou d’échantillon doit être adéquat pour obtenir des résultats précis. Si le volume pipeté est incorrect, pipeter à nouveau la solution wTCR ainsi que le contrôle ou l’échantillon dans un nouveau tube de réaction. C. Réactifs La solution de reconstitution de sonde peut précipiter pendant la conservation. Si tel est le cas, chauffer la solution de reconstitution de sonde à 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape, la solution de reconstitution de sonde peut être utilisée, même s’il reste un précipité résiduel. Après la remise en suspension, mélanger délicatement le flacon par retournement en veillant à ne pas former de mousse. D. Température 1. Les étapes de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection dépendent de la température. Il est donc impératif que les bains-marie soient maintenus dans des plages de température précises. 2. La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C. 3. Les étapes de détection du test doivent être effectuées entre 18 °C et 28 °C. E. Durée Les réactions de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection sont toutes fonction du temps écoulé. Respecter les durées indiquées dans la Procédure de test à l’aide des DTS Systems. F. Agitation au vortex La qualité de l’agitation au vortex est importante pour assurer la bonne performance du test Aptima Combo 2. Si l’agitation au vortex est effectuée de manière adéquate, la suspension tourne à une vitesse capable de faire monter la solution dans la moitié supérieure du tube. Cette manipulation (agitation au vortex) est maintenue pendant une durée précise. Pour passer au vortex des réactions, régler la vitesse du vortexeur multitubes sur le réglage le plus bas, fixer solidement le portoir en place et mettre le vortexeur en marche. Augmenter lentement la vitesse jusqu’à ce que le liquide atteigne la moitié supérieure du tube. Passer au vortex pendant 10 secondes, la durée recommandée, ou jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme. Ensuite, tourner la vitesse sur le réglage le plus bas avant d’éteindre le vortexeur (mélangeur à tourbillon multi-tubes) et de retirer le portoir. Les mélanges réactionnels ne doivent jamais toucher les cartes de protection. Test Aptima Combo 2 21 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems G. Bains-marie 1. Le niveau d’eau des bains-marie doit avoir une profondeur de 3,8 cm à 5 cm (1,5 po à 2,0 po) depuis le plateau de support métallique (fond du bain-marie) à la surface de l’eau. Cette précaution permettra d’assurer un transfert de chaleur adéquat. 2. Pour éviter toute contamination croisée, les bains-marie doivent être réservés à une étape précise du test. H. Décontamination 1. Surfaces et pipeteurs Les surfaces des paillasses de laboratoire et les pipeteurs doivent être décontaminés régulièrement à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Les solutions à base de chlore peuvent piquer le métal et le matériel. Rincer soigneusement le matériel à l’eau pour éviter toute piqûre de corrosion. 2. Rampe d’aspiration du TCS a. Placer une nouvelle TTC dans le portoir de TTC. Mettre la pompe à vide en marche. Fixer la rampe d’aspiration aux embouts de la TTC. Aspirer toute la solution de lavage restant dans la cuve d’amorçage du poste de distribution de solution de lavage. (Placer la rampe de distribution de façon à ce qu’elle ne gêne pas.) b. Verser au moins 100 mL de solution d’hypochlorite de sodium dosée de 0,5 % à 0,7 % (0,07 M à 0,1 M) ou, si vous le préférez, dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M) dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute la solution au moyen de la rampe d’aspiration. c. Verser au moins 100 mL d’eau désionisée dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute l’eau au moyen de la rampe d’aspiration. d. Éjecter les embouts dans leur TTC d’origine. e. Laisser fonctionner la pompe d’aspiration jusqu’à ce que la tubulure de la rampe soit sèche pour éviter tout refoulement. f. Décontaminer les surfaces de la rampe d’aspiration de la façon décrite sous Appareil TCS. 3. Récipient à déchets du TCS Retirer la bouteille à déchets du système de capture de cible (TCS) une fois par semaine ou lorsqu’elle est rempli à 25 %. a. Éteindre la pompe à vide et laisser sa pression s’équilibrer. b. Débrancher les raccords à déconnexion rapide entre la bouteille à déchets et le flacon de trop-plein, ainsi que la bouteille à déchets et la rampe d’aspiration. c. Retirer la bouteille à déchets du boîtier de piège à vide. d. Retirer le bouchon et ajouter avec précaution 400 mL de solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) dans le flacon (ou 1 L si une bouteille à déchets de 10 L est utilisée). Remarque : Cette manipulation peut être effectuée sous une hotte pour éviter de libérer des émanations dans le laboratoire. e. Reboucher la bouteille à déchets et faire tournoyer délicatement le contenu jusqu’à l’obtention d’un mélange homogène. Test Aptima Combo 2 22 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ f. DTS Systems Laisser la bouteille à déchets reposer pendant 15 minutes, puis jeter le contenu (déchets). g. Rincer la bouteille à déchets à l’eau pour éliminer tout résidu éventuel. h. Reboucher la bouteille à déchets vide et la mettre dans le boîtier du piège à vide. Fixer le raccord à déconnexion rapide sur l’appareil TCS. Jeter avec précaution les deux gants. 4. Appareil TCS Essuyer les surfaces de l’appareil TCS, la rampe d’aspiration et la surface des embouts d’éjection du tampon de lavage avec des serviettes en papier humidifiées à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Faire suivre l’étape de javellisation par un rinçage à l’eau, puis sécher complètement les surfaces avec des serviettes en papier. 5. Portoirs Submerger les portoirs dans une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M) en veillant à ce qu’ils soient recouverts par la solution d’hypochlorite de sodium. Maintenir les portoirs immergés pendant 10 minutes. Toute exposition plus longue endommagerait les portoirs. Rincer soigneusement les portoirs à l’eau et les placer sur un tampon absorbant propre avant de les laisser sécher parfaitement à l’air libre. Pour prolonger la durée de vie des portoirs, les faire sécher debout, et non inversés. I. Contamination des tests 1. L’introduction de substances contaminantes peut survenir si le protocole de test n’est pas rigoureusement respecté. 2. Les TTU doivent être décontaminées dans une solution de désactivation de la façon décrite sous Détection. Ne pas réutiliser les TTU. 3. Effectuer une décontamination régulière du matériel et des surfaces de travail de la façon décrite sous Remarques concernant la procédure, Décontamination. 4. Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre. J. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour les DTS Systems Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à chaque laboratoire. Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon : 1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux zones à tester. 2. Retirer l’écouvillon de prélèvement de spécimens (écouvillon à tige bleue avec une impression de couleur verte) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu de transport d’écouvillons (STM) et procéder à l’écouvillonnage de la zone désignée en effectuant un mouvement circulaire. Test Aptima Combo 2 23 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems 3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport. 4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du contenu. 5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon. 6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner. 7. Tester l’écouvillon à l’aide du test Aptima Combo 2 selon la Procédure de test à l’aide des DTS Systems. Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC (voir Interprétation du test — CQ/Résultats patients), la surface peut être contaminée et doit alors être décontaminée avec la solution d’hypochlorite de sodium selon les recommandations indiquées dans Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Préparation du matériel. Remarque : Si l’on soupçonne le bain-marie d’être contaminé, il est possible de le tester en suivant la procédure de test des échantillons d’urine et en ajoutant 2,0 mL d’eau dans un tube de transport d’échantillons d’urine. K. Dépannage 1. Des valeurs de contrôle positif faibles peuvent être dues à des températures incorrectes lors des différentes étapes du test ou à un temps de sélection ayant dépassé la durée recommandée lors de l’étape de sélection. 2. Des bruits de fond élevés peuvent survenir si le temps de sélection de l’étape de sélection est écourté, la sélection de température est incorrecte ou en cas de mélange insuffisant après l’ajout du réactif de sélection. 3. Si le contrôle positif, CT/contrôle négatif, GC est positif ou équivoque pour GC, ou si le contrôle positif, GC/contrôle négatif, CT est positif ou équivoque pour CT, voir Remarques concernant la procédure, Contamination des tests pour de plus amples renseignements. Test Aptima Combo 2 24 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System Tigris DTS System Les réactifs du test Aptima Combo 2 destiné à détecter la présence de CT et de GC sont énumérés ci-dessous pour le Tigris DTS System. Les symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif. Réactifs et matériel fournis Kit de tests Aptima Combo 2, 250 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles) (Nº de référence 301130 et 301130B) Boîte réfrigérée Aptima Combo 2 (boîte 1 sur 2) (à conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception) Symbole Composant Quantité A Réactif d’amplification Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de diluant. 1 flacon E Réactif enzymatique Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant. 1 flacon P Réactif-sonde Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent. 1 flacon TCR-B Réactif de capture de cible B Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. 1 x 0,61 mL Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (boîte 2 sur 2) (à conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception) Symbole Composant Quantité AR Solution de reconstitution d’amplification Solution aqueuse contenant des conservateurs. 1 x 27,7 mL ER Solution de reconstitution enzymatique Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol. 1 x 11,1 mL PR Solution de reconstitution de sonde Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent. 1 x 35,4 mL S Réactif de sélection Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant. 1 x 108 mL TCR Réactif de capture de cible Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en phase solide. 1 x 54 mL 3 Collets de reconstitution Fiche des codes à barres du lot de référence Test Aptima Combo 2 25 1 fiche 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System Kit de contrôles Aptima (à conserver entre 2 °C et 8 °C dès la réception) Symbole Composant Quantité PCT/NGC Contrôle positif CT/contrôle négatif GC Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de formation des inclusions) de CT (5 fg/test*). 5 x 1,7 mL PGC/NCT Contrôle positif GC/contrôle négatif CT Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC (250 fg/test*). 5 x 1,7 mL *Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque organisme. Matériel requis et disponible séparément Remarque : les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire. Nº de réf. Tigris DTS System 105118 Kit de liquides pour tests Aptima 302382 (Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et réactif huileux Aptima) Kit Auto Detect Aptima 301048 Kit de conservateur de liquide système Aptima 302380 Embouts à filtres, 1 000 μl, conducteurs, détecteurs de liquide 901121 (10612513 Tecan) et jetables 903031 (10612513 Tecan) Tous les produits ne sont pas disponibles dans toutes les régions. Contactez votre représentant pour obtenir des renseignements spécifiques à votre région. Kit pour séries Tigris DTS System contenant Unités dotées de plusieurs tubes (Multi-tube Units, MTU) Kit de sacs pour MTU/embouts usagés Déflecteurs de déchets pour unités dotées de plusieurs tubes (MTU) Couvre-déchets pour unités dotées de plusieurs tubes (MTU) MME-04134 (30180117 Tecan) MME-04128 301191 104772-02 900907 900931 105523 Kit de transfert d’échantillons Aptima 301154C à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt Kit de transfert d’échantillons Aptima - imprimable PRD-05110 à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima PRD-03546 Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon Test Aptima Combo 2 26 301041 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System Nº de réf. Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons 301040 d’urine masculins et féminins Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima 105575 Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % — à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) Eau pour le Tigris DTS System — consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) pour connaître les spécifications. Gants jetables — Solution étalon SysCheck 301078 Bouchons pénétrables Aptima 105668 Bouchons non pénétrables de remplacement 103036A Bouchons de rechange pour les kits de 250 tests — Solution de reconstitution pour réactif d’amplification et réactif-sonde Solution de reconstitution pour réactif enzymatique Réactif TCR et réactif de sélection CL0041 (100 bouchons) 501616 (100 bouchons) CL0040 (100 bouchons) Matériel facultatif Nº de réf. Kit de contrôles Aptima 301110 Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage 302101 pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils Agitateur pour tubes — Chiffons non pelucheux — Protecteurs de paillasse à envers plastifié — Procédure de test pour le Tigris DTS System Remarque : Consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure avec ce système. A. Préparation de la zone de travail 1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront préparés. Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium en contact avec les surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer avec de l’eau désionisée. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle les réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié. Test Aptima Combo 2 27 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute tâche sur le Tigris DTS System. 1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde, combiner les bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à température ambiante avant de les utiliser. a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé. Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif lyophilisé ont des étiquettes de couleur correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution. b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour s’assurer que les réactifs sont associés correctement. c. Ouvrir le flacon en verre de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon en verre (Figure 2, Étape 1). d. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et déposer le bouchon sur un plan de travail propre et couvert. e. Tout en maintenant la bouteille de solution de reconstitution fermement en position sur le banc, insérer fermement l’autre extrémité du collier dans l’ouverture de la bouteille de solution de reconstitution (Figure 2, Étape 2). f. Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laisser la solution s’écouler de la bouteille de solution de reconstitution dans le flacon de verre (Figure 2, Étape 3). g. Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 2, Étape 4). h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse (Figure 2, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille de solution de reconstitution. i. Retirer le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 6). j. Reboucher la bouteille de solution de reconstitution. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de reconstitution sur l’étiquette (Figure 2, Étape 7). k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 8). Avertissement : Éviter la formation de mousse lors de la reconstitution des réactifs. La mousse nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Tigris DTS System. Figure 2. Procédure de reconstitution pour le Tigris DTS System ou le Panther System Test Aptima Combo 2 28 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System 2. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR) a. Associer les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées. b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent. c. Ouvrir la bouteille de TCR et poser le bouchon sur une surface de travail propre et couverte. d. Retirer le bouchon de la bouteille de TCR-B et verser la totalité du contenu dans la bouteille de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans la bouteille de TCR-B. e. Reboucher la bouteille de TCR et remuer délicatement la solution pour mélanger le contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape. f. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette. g. Jeter la bouteille de TCR-B et son bouchon. 3. Préparation du réactif de sélection a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond au numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence. b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette. Remarque : Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs. C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués 1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le début du test. 2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à température ambiante, chauffer la bouteille bouchée à une température n’excédant pas 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Mélanger le réactif-sonde par retournement en veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système. 3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs. 4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les bouteilles de réactif. Le Tigris DTS System détecte et rejette les bouteilles dans lesquelles plus de réactif a été ajouté. D. Manipulation des échantillons 1. Laisser les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant toute procédure. 2. Ne pas passer au vortex les échantillons. 3. Confirmer visuellement que chaque tube d’échantillon répond à un des critères suivants : a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon unisexe. b. Présence d’un seul écouvillon rose de collecte Aptima rose dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon multitest. c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de transport d’échantillons d’urine. Test Aptima Combo 2 29 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. 4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir : a. Si un tube d’échantillon contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles. b. Si le tube d’échantillon présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon. c. Si le niveau de liquide dans un tube d’échantillon d’urine ne se situe pas entre les deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube trop rempli. d. Si un tube d’échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C pendant 5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon. Remarque : Le non-respect des étapes 4a–c peut entraîner l’écoulement de liquide par le bouchon du tube d’échantillon. Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 3 aliquotes distincts de chaque tube d’échantillon. Les tentatives de pipeter plus de 3 aliquotes du tube d’échantillon peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume. E. Préparation du système Configurer le système et la liste de travail selon les instructions du Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) et de Remarques concernant la procédure. Remarques concernant la procédure A. Contrôles 1. Pour travailler correctement avec le logiciel de test Aptima pour le Tigris DTS System, des contrôles avant et de fin sont nécessaires. Le Contrôle positif CT/Contrôle négatif GC doit être placé dans la première position et l’avant dernière position d’une liste de travail. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC ». Le Contrôle positif GC/Contrôle négatif CT doit être placé dans la seconde position et la dernière position d’une liste de travail. Le contrôle porte une étiquette bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/ CONTROL – CT NCT ». 2. Chaque tube de contrôle Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipeter plus d’une fois à partir du tube peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume. B. Température La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C. C. Poudre sur les gants Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre. D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Tigris DTS System Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses Test Aptima Combo 2 30 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Tigris DTS System activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à chaque laboratoire. Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon : 1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux zones à tester. 2. Retirer l’écouvillon de prélèvement de spécimens (écouvillon à tige bleue avec une impression de couleur verte) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu de transport d’écouvillons (STM) et procéder à l’écouvillonnage de la zone désignée en effectuant un mouvement circulaire. 3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport. 4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du contenu. 5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon. 6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner. Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC, se référer à Interprétation du test — CQ/Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du contrôle de la contamination spécifiques au Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual). Test Aptima Combo 2 31 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System Panther System Les réactifs du test Aptima Combo 2 destiné à détecter la présence de CT et de GC sont énumérés ci-dessous pour le Panther System. Les symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif. Réactifs et matériel fournis Kit de tests Aptima Combo 2 250 tests (2 boîtes et un kit de contrôles) (Nº de réf. 303094) 100 tests (2 boîtes et un kit de contrôles) (Nº de réf. 302923) Boîte réfrigérée Aptima Combo 2 (Boîte 1 de 2) (conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception) Symbole Composant Quantité kit de 250 tests Quantité kit de 100 tests A Réactif d’amplification Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de diluant. 1 flacon 1 flacon E Réactif enzymatique Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant. 1 flacon 1 flacon P Réactif-sonde Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent. 1 flacon 1 flacon 1 x 0,61 mL 1 x 0,30 mL Quantité kit de 250 tests Quantité kit de 100 tests TCR-B Réactif de capture de cible B Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (Boîte 2 de 2) (conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception) Symbole Composant AR Solution de reconstitution d’amplification Solution aqueuse contenant des conservateurs. 1 x 27,7 mL 1 x 11,9 mL ER Solution de reconstitution enzymatique Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol. 1 x 11,1 mL 1 x 6,3 mL PR Solution de reconstitution de sonde Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent. 1 x 35,4 mL 1 x 15,2 mL S Réactif de sélection Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant. 1 x 108 mL 1 x 43,0 mL Test Aptima Combo 2 32 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (Boîte 2 de 2) (conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception) Symbole TCR Composant Réactif de capture de cible Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en phase solide. Quantité kit de 250 tests Quantité kit de 100 tests 1 x 54 mL 1 x 26,0 mL 3 3 1 fiche 1 fiche Collets de reconstitution Fiche des codes à barres du lot de référence Kit de contrôles Aptima (conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception) Symbole Composant Quantité PCT/ NGC Contrôle positif CT/contrôle négatif GC Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de formation des inclusions) de CT (5 fg/test*). 5 x 1,7 mL PGC/ NCT Contrôle positif GC/contrôle négatif CT Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC (250 fg/test*). 5 x 1,7 mL *Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque organisme. Matériel requis et disponible séparément Remarque : les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire. Nº de réf. Panther System 303095 Kit de liquides pour tests Aptima 303014 (1 000 tests) (Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et réactif huileux Aptima) Kit Auto Detect Aptima 303013 (1 000 tests) Unités multi-tubes (Multi-Tube units, MTU) 104772-02 Kit de sacs pour déchets Panther 902731 Couvre-déchets Panther 504405 Ou kit pour séries Panther 303096 (5 000 tests) contient des MTU, des sacs pour déchets, des couvre-déchets, des liquides pour tests et les solutions Auto Detect Test Aptima Combo 2 33 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System Nº de réf. Embouts à filtres, 1 000 μl, conducteurs, détecteurs de liquide 901121 (10612513 Tecan) et jetables 903031 (10612513 Tecan) MME-04134 (30180117 Tecan) Tous les produits ne sont pas disponibles dans toutes les régions. Contactez MME-04128 votre représentant pour obtenir des renseignements spécifiques à votre région. Kit de transfert d’échantillons Aptima 301154C à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt Kit de transfert d’échantillons Aptima - imprimable PRD-05110 à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima PRD-03546 Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon 301041 Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons 301040 d’urine masculins et féminins Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima 105575 Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % — à 8,25 % (0,7 M à 1,16 M) Gants jetables — Solution étalon SysCheck 301078 Bouchons pénétrables Aptima 105668 Bouchons non pénétrables de remplacement 103036A Bouchons de rechange pour les kits de 250 tests — Solution de reconstitution pour réactif d’amplification et réactif-sonde Solution de reconstitution pour réactif enzymatique Réactif TCR et réactif de sélection CL0041 (100 bouchons) 501616 (100 bouchons) CL0040 (100 bouchons) Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests — Solutions de reconstitution de réactifs-sonde, d’amplification et enzymatiques CL0041 (100 bouchons) Réactif TCR et réactif de sélection 501604 (100 bouchons) Test Aptima Combo 2 34 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System Matériel facultatif Nº de réf. Kit de contrôles Aptima 301110 Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage 302101 pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils Agitateur pour tubes — Chiffons non pelucheux — Protecteurs de paillasse à envers plastifié — Procédure de test pour le Panther System Remarque : Consulter le Manuel de l’utilisateur du Panther System (Panther System Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure du Panther System. A. Préparation de la zone de travail 1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront préparés. Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle les réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié. B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute tâche sur le Panther System. 1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde, combiner les bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à température ambiante avant de les utiliser. a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé. Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif ont des étiquettes de couleur correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution. b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour s’assurer que les réactifs sont associés correctement. c. Ouvrir le flacon de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 3, Étape 1). d. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et déposer le bouchon sur un plan de travail propre et couvert. e. Tout en tenant le flacon de solution de reconstitution sur la table, insérer fermement l’autre extrémité du collet de constitution sur l’ouverture de la bouteille (Figure 3, Étape 2). f. Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laisser la solution drainer de la bouteille dans la bouteille de verre (Figure 3, Étape 3). g. Faire tournoyer délicatement la solution dans la bouteille pour la mélanger. Éviter la formation de mousse en remuant la bouteille (Figure 3, Étape 4). Test Aptima Combo 2 35 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse (Figure 3, Étape 5). Laisser la totalité du liquide refluer dans le flacon en plastique. i. Retirer le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, Étape 6). j. Reboucher la bouteille en plastique. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de reconstitution sur l’étiquette (Figure 3, Étape 7). k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, Étape 8). Avertissement : Éviter la formation de mousse lors de la reconstitution des réactifs. La mousse nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Panther System. Figure 3. Procédure de reconstitution pour le Tigris DTS System ou le Panther System 2. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR) a. Associer les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées. b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent. c. Ouvrir la bouteille de TCR et poser le bouchon sur une surface de travail propre et couverte. d. Retirer le bouchon de la bouteille de TCR-B et verser la totalité du contenu dans la bouteille de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans la bouteille de TCR-B. e. Reboucher la bouteille de TCR et remuer délicatement la solution pour mélanger le contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape. f. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette. g. Jeter la bouteille de TCR-B et son bouchon. 3. Préparation du réactif de sélection a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond au numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence. b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette. Remarque : Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs. C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués 1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le début du test. Test Aptima Combo 2 36 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System 2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à température ambiante, chauffer la bouteille bouchée à une température n’excédant pas 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Mélanger le réactif-sonde par retournement en veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système. 3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs. 4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les bouteilles de réactif. Le Panther System détecte et rejette les bouteilles dans lesquelles plus de réactif a été ajouté. D. Manipulation des échantillons 1. Laisser les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant toute procédure. 2. Ne pas passer au vortex les échantillons. 3. Confirmer visuellement que chaque tube d’échantillon répond à un des critères suivants : a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon unisexe. b. Présence d’un seul écouvillon rose de collecte Aptima rose dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon multitest. c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de transport d’échantillons d’urine. d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. 4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir : a. Si un tube d’échantillon contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles. b. Si le tube d’échantillon présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon. c. Si le niveau de liquide dans un tube d’échantillon d’urine ne se situe pas entre les deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube trop rempli. d. Si un tube d’échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C pendant 5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon. Remarque : Le non-respect des étapes 4a–c peut entraîner l’écoulement de liquide par le bouchon du tube d’échantillon. Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 4 aliquotes distincts de chaque tube d’échantillon. Les tentatives de pipetage de plus de 4 aliquotes d’un tube d’échantillon peuvent entraîner des erreurs de traitement. E. Préparation du système 1. Configurer le système selon les instructions du Manuel de l’utilisateur du Panther System (Panther System Operator’s Manual) et les Remarques concernant la procédure. Veiller à ce que des portoirs à réactifs et des adaptateurs TCR de taille appropriée soient utilisés. 2. Charger les échantillons. Test Aptima Combo 2 37 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Panther System Remarques concernant la procédure A. Contrôles 1. Une paire de contrôles doit être utilisée pour permettre au logiciel de test Aptima pour le Panther System de fonctionner correctement. Sur le Panther System, les tubes de contrôle positif CT/contrôle négatif GC et de contrôle positif GC/contrôle négatif CT peuvent être placés à n’importe quelle position sur le portoir ou dans n’importe quelle colonne du compartiment à échantillons. Le pipetage des échantillons des patients débutera lorsqu’une des deux conditions suivantes aura été remplie : a. Une paire de contrôles est en cours de traitement par le système. b. Des résultats valides ont été enregistrés sur le système pour les contrôles. 2. Dès que le pipetage des tubes des contrôles a été réalisé et que ces derniers sont en cours de traitement pour un kit de réactifs défini, l’analyse d’échantillons du patient peut se poursuivre pendant 24 heures avec ce même kit sauf si : a. Les résultats des contrôles sont invalides. b. Le kit de réactifs du test associé est retiré du système. c. La durée de stabilité du kit de réactifs associé aux contrôles a été dépassée. 3. Chaque tube de contrôle Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipetage répétées (plus d’une fois) à partir d’un même tube peuvent entraîner des erreurs de traitement. B. Température La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C. C. Poudre sur les gants Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre. D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Panther System Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à chaque laboratoire. Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon : 1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux zones à tester. 2. Retirer l’écouvillon de prélèvement de spécimens (écouvillon à tige bleue avec une impression de couleur verte) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le STM et procéder à l’écouvillonnage de la zone désignée en effectuant un mouvement circulaire. 3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport. 4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du contenu. 5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon. 6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner. Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC, se référer à Interprétation du test — CQ/Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du contrôle de la contamination spécifiques au Panther System, communiquer avec le Service technique de Hologic. Test Aptima Combo 2 38 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Interprétation du test — CQ/Résultats patients Interprétation du test — CQ/Résultats patients A. Interprétation des tests Les résultats des tests sont automatiquement interprétés par le logiciel de test Aptima au moyen du protocole Aptima Combo 2, et présentés sous forme de résultats de test CT et GC individuels. Un résultat de test peut être négatif, équivoque, positif ou invalide comme le déterminent le type de cinétique et le nombre total de RLU dans l’étape de détection (voir ci-dessous). Un résultat de test peut être invalide si l’un des paramètres se situe en dehors des seuils normalement prévus. Si les premiers résultats de test sont équivoques ou invalides, le test doit être refait. Type cinétique Total de RLU (x1 000) pour obtenir le résultat de CT CT uniquement Négatif 1 à < 25 Équivoque 25 à < 100 Positif 100 à < 4 500 CT et GC 1 à < 85 85 à < 250 250 à < 4 500 CT indéterminé 1 à < 85 85 à < 4 500 S.O. Type cinétique Total de RLU (x1 000) pour obtenir le résultat de GC GC uniquement Négatif 1 à < 60 Équivoque 60 à < 150 Positif 150 à < 4 500 GC et CT 1 à < 85 85 à < 250 250 à < 4 500 GC indéterminé 1 à < 85 85 à < 4 500 S.O. B. Résultats du contrôle de qualité et acceptabilité Le contrôle positif CT/contrôle négatif GC et le contrôle positif GC/contrôle négatif CT font office de contrôles pour les étapes de capture de cible, d’amplification et de détection du test. Selon les recommandations ou les exigences en vigueur dans votre pays ou auprès des organismes d’accréditation, des contrôles supplémentaires pour la lyse cellulaire et la stabilisation de l’ARN peuvent être requis. Le contrôle positif CT/contrôle négatif GC sert de contrôle négatif pour tous les résultats de test GC. Le contrôle positif GC/contrôle négatif CT sert de contrôle négatif pour tous les résultats de test CT. Si on le souhaite, un double contrôle négatif fourni par l’utilisateur peut être ajouté pour surveiller le bruit de fond du test. La bonne préparation des échantillons se confirme visuellement par la présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon, ou par un volume final d’urine situé entre les lignes indicatrices noires d’un tube de transport d’échantillons d’urine, ou encore par l’absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les contrôles positifs doivent produire les résultats de test suivants : Contrôle Total de RLU (x1 000) Résultat de CT Résultat de GC Contrôle positif CT/ contrôle négatif, GC ≥ 100 et < 3 000 Positif Négatif Contrôle positif GC/ contrôle négatif, CT ≥ 150 et < 3 000 Négatif Positif Test Aptima Combo 2 39 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Interprétation du test — CQ/Résultats patients 1. Le logiciel de test Aptima évalue automatiquement les contrôles selon les critères ci-dessus et les résultats apparaissent dans le rapport de résultats. 2. Si le Run Status (État de la série) indique FAIL (Échec), tous les résultats des tests d’une même série sont invalides et ne doivent pas être pris en compte. 3. Chaque laboratoire devra mettre en place des procédures de contrôle appropriées pour répondre aux exigences des réglementations CLIA. Remarque : Consulter la section Dépannage ou appeler le Service technique de Hologic pour toute assistance avec des contrôles hors normes sur les DTS Systems. 4. L’un des paramètres du Tigris DTS System permet à chaque site de préciser une fréquence de « série encadrée de contrôles » où des jeux de contrôles supplémentaires peuvent être placés à des intervalles définis dans la liste de travail. Si ce paramètre est précisé, le Tigris DTS System exigera de placer un jeu de contrôles après le nombre défini d’échantillons de la série encadrée de contrôles. Le Tigris DTS System évalue automatiquement chacun des contrôles de la liste de travail en fonction des critères ci-dessus et invalide tous les échantillons dans la ou les séries encadrées de contrôles concernées si les critères de contrôle ne sont pas satisfaits. Consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements. 5. Les contrôles négatifs peuvent se révéler inefficaces pour surveiller la contamination aléatoire de transfert. Voir Performance analytique du Tigris DTS System pour consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert avec une valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la contamination de transfert sur le Tigris DTS System. Voir Performance analytique du Panther System pour consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert avec une valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la contamination de transfert sur le Panther System. C. Contrôle de la préparation des échantillons (facultatif) Le contrôle positif CT/contrôle négatif GC et le contrôle positif GC/contrôle négatif CT fournis dans le kit servent de contrôles aux étapes de capture de cible, d’amplification et de détection du test et doivent être inclus dans chaque série de test. Si on le souhaite, des contrôles de la lyse cellulaire et de la stabilisation de l’ARN dans un milieu de transport adéquat (solution PreservCyt, STM) peuvent être testés conformément aux recommandations ou aux exigences des organismes d’accréditation concernés ou encore selon les procédures particulières du laboratoire. Les échantillons positifs connus peuvent servir de contrôles s’ils sont préparés et testés avec des échantillons inconnus. Les échantillons utilisés comme contrôles de la préparation doivent être conservés, manipulés et testés conformément à la notice de test. Les contrôles de la préparation des échantillons doivent être interprétés de la même manière que celle recommandée pour les échantillons de patients. Voir Interprétation du test — CQ/Résultats patients, Résultats des tests de patients. D. Résultats des tests de patients 1. Si les contrôles utilisés lors d’une série ne donnent pas les résultats attendus, les résultats des tests des échantillons des patients faisant partie de la même série ne doivent pas être validés. 2. Résultats des échantillons sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt et d’urine. (Consulter les remarques ci-dessous.) Test Aptima Combo 2 40 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Interprétation du test — CQ/Résultats patients a. Résultats initiaux CT Pos. Positif pour l’ARNr de CT. CT Nég. Présumé négatif pour l’ARNr de CT. CT Équiv. L’échantillon devra être testé à nouveau. GC Pos. Positif pour l’ARNr de GC. GC Nég. Présumé négatif pour l’ARNr de GC. GC Équiv. L’échantillon devra être testé à nouveau. Invalide L’échantillon devra être testé à nouveau. b. Tester à nouveau les résultats CT Pos. Positif pour l’ARNr de CT. CT Nég. Présumé négatif pour l’ARNr de CT. CT Équiv. Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté. GC Pos. Positif pour l’ARNr de GC. GC Nég. Présumé négatif pour l’ARNr de GC. GC Équiv. Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté. Invalide Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté. Remarques : • Il est conseillé d’examiner attentivement les données de performance pour interpréter les résultats du test Aptima Combo 2 pour les individus asymptomatiques ou tout individu venant d’une population à faible prévalence d’infection. • Le premier résultat valide pour chaque analyte est celui qui doit être validé. • Un résultat négatif n’exclut pas la présence d’une infection à CT ou à GC, étant donné que les résultats peuvent être affectés par la qualité de la collecte des échantillons, l’absence d’inhibiteurs et une quantité d’ARNr insuffisante pour être détectée. Les résultats des tests peuvent être affectés par une mauvaise collecte des échantillons, une mauvaise conservation des échantillons, une erreur technique ou une confusion entre échantillons. • Comme c’est le cas avec toutes les méthodes sans culture, un échantillon positif obtenu sur un patient après un traitement thérapeutique ne peut pas être interprété comme indiquant la présence de CT ou de GC viables. • Comme c’est le cas avec toutes les méthodes de test urinaire, un test d’urine négatif chez une patiente cliniquement soupçonnée d’infection à Chlamydia ou gonococcique n’exclut pas la présence de CT ou de GC dans l’appareil génito-urinaire. Dans ces situations, il est recommandé de tester un échantillon endocervical. De la même façon, un test d’urine négatif pour GC chez un sujet féminin a une valeur prédictive négative inférieure à celle du résultat d’un écouvillon endocervical. • Le test d’un échantillon endocervical est recommandé pour les patientes chez qui l’examen clinique indique une infection à Chlamydia ou gonococcique. Si un échantillon pour frottis cervical et un échantillon endocervical sur écouvillon sont collectés, l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt doit être collecté avant l’échantillon endocervical sur écouvillon. Test Aptima Combo 2 41 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Limites Limites A. L’utilisation de ce test est réservée au personnel ayant été formé à la procédure. Le non-respect des instructions figurant dans cette notice peut donner lieu à des résultats erronés. B. Les substances interférentes suivantes (écouvillons pharyngés et rectaux) ont été évaluées sur le Panther System : médicament pour herpès labial, baumes à lèvres, antitussifs, pâtes à dents, rince-bouche, crème pour les hémorroïdes, laxatif, médicaments antidiarrhéiques, antiacides et matières fécales. Les données n’ont souligné aucune interférence de ces substances sur le test. C. Les effets de l’utilisation de tampons hygiéniques ou de toilettes vaginales et des variables de la collecte des échantillons n’ont pas été évalués pour la détection de CT ou de GC. D. La présence de mucus dans les échantillons endocervicaux n’interfère pas avec la détection de CT ou GC par le test Aptima Combo 2. Toutefois, afin d’assurer la collecte des cellules infectées par CT, les cellules épithéliales cylindriques tapissant la région endocervicale doivent être échantillonnées. Si l’excès de mucus n’est pas retiré, l’échantillonnage de ces cellules n’est pas assuré. E. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement les échantillons suivants : • • • • Échantillons endocervicaux, vaginaux, urétraux masculins, pharyngés et rectaux collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt collectés par un clinicien Échantillons vaginaux collectés par les patientes à l’aide d’un écouvillon Échantillons d’urine féminins et masculins collectés par les patients F. Le rendement du test sur des échantillons autres que ceux collectés à l’aide des kits de collecte d’échantillons suivants n’a pas été évalué : • • • • Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon Kit de collecte d’urine Aptima pour échantillons d’urine masculins et féminins Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima Kit de transfert d’échantillons Aptima (à utiliser avec les échantillons gynécologiques collectés dans la solution PreservCyt) G. L’échantillonnage des échantillons d’urine, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt n’est pas destiné à remplacer les examens cervicaux et les échantillons endocervicaux dans le diagnostic des infections urogénitales chez la femme. Les patientes peuvent souffrir d’une cervicite, d’une urétrite, d’une infection urinaire ou d’une infection vaginale dues à d’autres causes ou à des infections parallèles par d’autres agents. H. Le test Aptima Combo 2 n’est pas prévu pour l’évaluation d’abus sexuels présumés ou à d’autres fins médico-légales. Pour les patients chez qui des résultats faussement positifs peuvent avoir un impact psychosocial défavorable, les CDC recommande d’effectuer un nouveau test (8). I. La fiabilité des résultats dépend de la qualité de la collecte des échantillons. Étant donné que le système de transport utilisé pour ce test ne permet pas l’évaluation microscopique de la qualité des échantillons, il est nécessaire que les cliniciens soient formés aux techniques de collecte d’échantillons appropriées. Consulter la notice du kit de collecte d’échantillons Hologic correspondante. Test Aptima Combo 2 42 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Limites J. L’échec ou la réussite d’une thérapie ne peut être déterminé par le test Aptima Combo 2 étant donné que les acides nucléiques peuvent persister après une thérapie antimicrobienne appropriée. K. Les résultats du test Aptima Combo 2 doivent être interprétés en conjonction avec les autres données de laboratoire et cliniques dont dispose le clinicien. L. Un résultat négatif n’exclut pas une éventuelle infection étant donné que les résultats dépendent de la qualité de la collecte de l’échantillon. Les résultats des tests peuvent être influencés par une collecte inadéquate des échantillons, une mauvaise conservation des échantillons, une erreur technique, une confusion entre échantillons ou des taux de cible inférieurs au seuil de détection du test. M. Le test Aptima Combo 2 fournit des résultats qualitatifs. Il n’est donc pas possible d’établir une corrélation entre l’intensité d’un signal de test positif et le nombre d’organismes dans un échantillon. N. Concernant les études cliniques des échantillons vaginaux, endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine, les caractéristiques de performance de la détection de CT et de GC proviennent de populations à prévalence d’infections élevée. Des résultats positifs dans des populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence sachant qu’il est plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif. O. Concernant les études cliniques des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, la performance du test Aptima Combo 2 dans la détection de CT et de GC provient essentiellement de populations à faible prévalence d’infections. Néanmoins, des résultats positifs dans des populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence sachant qu’il est plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif. P. Le rendement du kit de transfert d’échantillons Aptima n’a pas été évalué pour tester le même échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt avant et après le traitement du frottis avec le système ThinPrep. Q. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt traités avec des instruments autres que les processeurs ThinPrep 2000 ou ThinPrep 5000 n’ont pas été évalués pour être utilisés avec les tests Aptima. R. Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option de dépistage chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué. S. L’utilisation d’échantillons collectés par le patient à l’aide d’un écouvillon vaginal, pharyngé et rectal est limitée aux centres de soins de santé où des conseils ou du soutien sont offerts pour expliquer les procédures et les précautions d’emploi. T. Le test Aptima Combo 2 n’a pas été validé pour être utilisé avec des échantillons collectés par des patients à domicile. U. Les performances du test Aptima Combo 2 n’ont pas été évaluées chez les adolescents de moins de 14 ans. V. Le rendement du Tigris DTS System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à 2 240 mètres (7 355 pieds). Des vérifications volumétriques ainsi que des études spécifiques au test supplémentaires seront effectuées avant le processus d’installation et d’acceptation ou dans le cadre de ce processus, pour les laboratoires situés à une altitude supérieure à 2 240 mètres (7 355 pieds). Test Aptima Combo 2 43 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Limites W. Le rendement du Panther System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à 2 000 mètres (6 561 pieds). X. Il ne semble pas y avoir de dégradation des acides nucléiques dans la solution PreservCyt. Si un échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt présente une faible quantité de matériel cellulaire de CT et de GC, il peut se produire une distribution irrégulière de ce matériel cellulaire. De même, lorsqu’on le compare à l’échantillonnage direct avec le STM Aptima, le volume additionnel de la solution PreservCyt donne une dilution plus importante du matériel échantillonné. Ces facteurs peuvent influencer la capacité à détecter une petite quantité d’organismes dans le matériel collecté. Si les résultats négatifs de l’échantillon ne correspondent pas à l’impression clinique, il pourrait être nécessaire d’utiliser un nouvel échantillon. Y. Les clients doivent valider indépendamment un processus de transfert LIS. Test Aptima Combo 2 44 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Valeurs attendues pour les DTS Systems Valeurs attendues pour les DTS Systems Prévalence La prévalence d’infections à CT et/ou à GC dans les populations de patients dépend des facteurs de risque tels que l’âge, le sexe, la présence de symptômes, le type de clinique et la méthode de test. Un résumé de la prévalence de trois résultats d’infections à CT et à GC tels que déterminés par le test Aptima Combo 2 est indiqué dans les Tableaux 1a, 1b, et 1c pour trois études cliniques multicentriques par site clinique et de manière globale. Prévalence des infections à C. trachomatis et/ou à N. gonorrhoeae telle que déterminée par les résultats du test Aptima Combo 2 par site clinique Tableau 1a : Échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, et échantillons d’urine Prélèvement endocervical et urétral masculin % de prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés) Site CT+/GC+ CT+/GC- Urine % de prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés) CT-/GC+ CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ 1 10,0 (39/392) 12,8 (50/392) 14,5 (57/392) 8,4 (33/395) 12,9 (51/395) 13,9 (55/395) 2 7,0 (13/186) 12,9 (24/186) 6,5 (12/186) 5,3 (13/245) 13,9 (34/245) 8,6 (21/245) 3 10,4 (48/462) 22,9 (106/462) 14,3 (66/462) 10,3 (48/465) 20,9 (97/465) 12,7 (59/465) 4 3,3 (9/270) 12,2 (33/270) 7,0 (19/270) 3,3 (9/270) 11,5 (31/270) 6,7 (18/270) 5 1,9 (10/533) 8,4 (45/533) 2,3 (12/533) 2,1 (12/567) 9,4 (53/567) 1,8 (10/567) 6 6,3 (43/678) 12,8 (87/678) 16,2 (110/678) 5,9 (40/681) 10,9 (74/681) 13,5 (92/681) 7 4,4 (11/252) 8,7 (22/252) 21,8 (55/252) 4,1 (12/295) 9,2 (27/295) 18,0 (53/295) Tous 6,2 (173/2 773) 13,2 (367/2 773) 11,9 (331/2 773) 5,7 (167/2 918) 12,6 (367/2 918) 10,6 (308/2 918) Tableau 1b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon et échantillons vaginaux collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon Échantillons vaginaux collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon % de prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés) Échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon % de prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés) Site CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ 1 1,8 (4/220) 16,4 (36/220) 4,1 (9/220) 3 (7/230) 15,7 (36/230) 3,5 (8/230) 2 9,6 (19/198) 18,7 (37/198) 6,6 (13/198) 9,5 (19/199) 18,1 (36/199) 7 (14/199) 3 0,9 (1/111) 9 (10/111) 2,7 (3/111) 0,9 (1/113) 9,7 (11/113) 1,8 (2/113) 4 0,4 (1/266) 9 (24/266) 1,9 (5/266) 0,4 (1/267) 11,2 (30/267) 2,2 (6/267) 5 0,5 (1/199) 7,5 (15/199) 0,5 (1/199) 0,5 (1/199) 7 (14/199) 0,5 (1/199) 6 2,8 (8/290) 10 (29/290) 5,5 (16/290) 2 (6/296) 12,2 (36/296) 5,4 (16/296) 7 0 (0/102) 11,8 (12/102) 0 (0/102) 0 (0/102) 9,8 (10/102) 0 (0/102) 8 0 (0/48) 8,3 (4/48) 2,1 (1/48) 0 (0/51) 7,8 (4/51) 2 (1/51) Tous 2,4 (34/1 434) 11,6 (167/1 434) 3,3 (48/1 434) 2,4 (35/1 457) 12,1 (177/1 457) 3,3 (48/1 457) Test Aptima Combo 2 45 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Valeurs attendues pour les DTS Systems Tableau 1c : Échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt Frottis en milieu liquide PreservCyt % prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés) Site 1 CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ 3,0 (3/100) 13,0 (13/100) 2,0 (2/100) 2 0 (0/124) 3,2 (4/124) 0,8 (1/124) 3 0,4 (2/475) 6,1 (29/475) 0,4 (2/475) 4 0,4 (1/287) 4,2 (12/287) 0 (0/287) 5 0 (0/297) 5,1 (15/297) 1,0 (3/297) 6 0 (0/364) 5,5 (20/364) 0,6 (2/364) TOUS 0,4 (6/1 647) 5,6 (93/1 647) 0,6 (10/1 647) Les prévalences de CT et de GC ont été calculées en utilisant les résultats du test Aptima Combo 2 de l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt. Valeurs prédictives positives et négatives des taux de prévalence hypothétiques en Amérique du Nord Les valeurs prédictives positives et négatives (PPV et NPV) estimées pour différents taux de prévalence en utilisant le test Aptima Combo 2 sont indiquées dans les Tableaux 2 et 3 ci-dessous pour CT et GC respectivement. Ces calculs sont basés sur la prévalence hypothétique d’une sensibilité et d’une spécificité générales calculées d’après l’état d’infection des patients dans deux études cliniques multicentriques. La sensibilité et la spécificité générales à CT étaient respectivement de 96,1 % et 98,0 % (Tableau 2). La sensibilité et la spécificité générales à GC étaient respectivement de 97,8 % et 99,2 % (Tableau 3). Les VPP et VPN réelles calculées en utilisant les données des tests cliniques sont indiquées dans les Tableaux 6a et 10a (échantillons sur écouvillon et d’urine), Tableaux 6b et 10b (échantillons vaginaux sur écouvillon) et Tableaux 6c et 10c (échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt). Tableau 2 : VPP et VPN hypothétiques pour CT Valeur Taux de Sensibilité Spécificité prédictive prévalence positive (%) (%) (%) (%) Tableau 3 : VPP et VPN hypothétiques pour GC Valeur Taux de Sensibilité Spécificité prédictive prévalence positive (%) (%) (%) (%) Valeur prédictive négative (%) Valeur prédictive négative (%) 1 96,1 98,0 33,1 100,0 1 97,8 99,2 55,3 100,0 2 96,1 98,0 50,0 99,9 2 97,8 99,2 71,4 100,0 5 96,1 98,0 72,0 99,8 5 97,8 99,2 86,6 99,9 10 96,1 98,0 84,5 99,6 10 97,8 99,2 93,2 99,7 15 96,1 98,0 89,6 99,3 15 97,8 99,2 95,6 99,6 20 96,1 98,0 92,4 99,0 20 97,8 99,2 96,8 99,4 25 96,1 98,0 94,2 98,7 25 97,8 99,2 97,6 99,2 30 96,1 98,0 95,4 98,3 30 97,8 99,2 98,1 99,0 Test Aptima Combo 2 46 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique DTS Systems Performance clinique Consulter Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System après le chapitre Performance analytique des DTS Systems pour connaître le rendement clinique spécifique au Tigris DTS System. Résultats des études cliniques Le rendement du test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems a été établi dans trois études cliniques multicentriques effectuées en Amérique du Nord. La première étude clinique multicentrique a évalué des échantillons endocervicaux et urétraux masculins collectés par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon et des échantillons d’urine masculins et féminins provenant de 1 363 sujets masculins et 1 569 sujets féminins inscrits dans sept sites cliniques géographiquement répartis. La seconde étude clinique multicentrique a évalué des échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon chez 1 464 sujets féminins inscrits dans huit sites cliniques géographiquement répartis. La troisième étude clinique multicentrique a évalué les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt provenant de 1 647 sujets inscrits dans six sites cliniques. Lors des calculs de performance basés sur l’état des symptômes, les sujets ont été classés comme symptomatiques s’ils ont fait état d’écoulements, de dysuries, de douleurs pelviennes et d’autres symptômes de cet ordre. Les sujets ont été classés asymptomatiques s’ils n’ont fait état d’aucun symptôme. Étude clinique des échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon et d’urine Dans l’étude clinique multicentrique des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux sur écouvillon et d’urine, 2 932 sujets masculins et féminins symptomatiques et asymptomatiques ayant consulté dans des cliniques pour ITS, des gynécologues/obstétriciens et des centres de planification familiale ont été inscrits dans l’étude. Jusqu’à trois écouvillons urétraux et un échantillon d’urine ont été collectés chez les sujets masculins et quatre écouvillons endocervicaux et un échantillon d’urine chez les sujets féminins. Pour les sujets masculins fournissant un écouvillon urétral, le test comprenait uniquement la culture de GC. Pour les sujets masculins fournissant trois écouvillons, les tests comprenaient la culture de GC, le test Aptima Combo 2 et des TAAN offerts sur le marché pour CT et GC. Les tests des écouvillons endocervicaux comprenaient le test Aptima Combo 2, deux TAAN offerts sur le marché pour CT, un TAAN offert sur le marché pour GC, et la culture de GC. L’écouvillon de culture de GC a été collecté en premier et l’ordre de collecte des écouvillons restants a été alterné pour minimiser les biais de prélèvement. L’urine a été testée avec le test Aptima Combo 2, deux TAAN offerts sur le marché pour CT, et un test amplifié pour GC offert sur le marché. Les tests d’amplification offerts sur le marché ont été utilisés comme tests de référence dans l’étude clinique du test Aptima Combo 2. Tous les calculs de performance étaient basés sur le nombre total d’échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon et d’échantillons d’urine masculins et féminins du test Aptima Combo 2 comparés à un algorithme de l’état d’infection des patients pour chacun des deux sexes. Dans chaque algorithme spécifique au sexe, la désignation d’un sujet comme étant infecté, non infecté, ou avec résultats non concluants se basait sur les résultats combinés des écouvillons endocervicaux et urétraux masculins du TAAN de référence et des échantillons d’urine. Concernant l’état d’infection à CT, deux résultats positifs avec un TAAN de référence de toute forme de combinaison d’écouvillon et d’échantillon d’urine désignaient le sujet comme étant infecté. Si tous les résultats du test de référence étaient négatifs, le sujet était désigné comme non infecté. Si un seul résultat était positif, le sujet était désigné comme non concluant. Concernant l’état d’infection à GC, une Test Aptima Combo 2 47 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique culture positive, ou des résultats d’écouvillon ou d’urine positifs avec le test amplifié de référence, désignait le sujet comme étant infecté. Une culture négative accompagnée d’un seul résultat positif avec le test amplifié de référence donnait lieu à un état non concluant. Si tous les résultats du test de référence étaient négatifs, le sujet était désigné comme non infecté. Les Tableaux 7a, 7b, 7c, 8, 11a, 11b, 11c, et 12 résument la fréquence des résultats du test pour les deux TAAN de référence et le test Aptima Combo 2 chez les sujets de l’étude clinique. Les résultats du test Aptima Combo 2 pour les échantillons endocervicaux et urétraux masculins collectés par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine masculins et féminins, ont été comparés à l’algorithme de l’état d’infection des patients pour déterminer la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives. Au total, 15 661 résultats de test CT et 14 144 de test GC ont été utilisés dans l’analyse de données. La sensibilité et la spécificité à CT par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le Tableau 5a. Le Tableau 6a indique la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives pour CT du test Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour chaque site clinique et dans l’ensemble. La sensibilité et la spécificité de détection de GC par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le Tableau 9a. Le Tableau 10a indique la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives pour GC du test Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Les échantillons positifs avec le test Aptima Combo 2 et avec un état d’infection des patients négatif (c.-à-d. faussement positifs en apparence) ont été testés avec d’autres tests d’amplification Hologic pour CT et GC. Ces tests amplifient des séquences de CT et de GC qui sont différentes de celles amplifiées avec le test Aptima Combo 2. Les tests ont été effectués sur un échantillon à la fois (c.-à-d. pas nécessairement sur des échantillons sur écouvillon et d’urine associés) et les résultats des tests d’amplification de remplacement n’ont pas été utilisés pour changer les catégories initiales des patients (Tableaux 5a et 9a). L’effet du sang a été évalué dans les échantillons endocervicaux sur écouvillon pour établir la performance des tests CT et GC. Sur les 2 454 échantillons dont la performance CT a été évaluée, 234 (9,5 %) étaient teintés de sang. Sur les 2 829 échantillons dont la performance GC a été évaluée, 247 (8,7 %) étaient teintés de sang. La performance du test aussi bien pour CT que pour GC n’a pas été statistiquement différente pour les échantillons teintés de sang que pour ceux qui ne l’étaient pas. On trouvera des renseignements supplémentaires sur les tests de détection du sang dans la section Substances interférentes. La performance du test avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine chez les femmes enceintes a été évaluée lors de l’étude clinique. Pour CT, la sensibilité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (8/8) et de 100 % (8/8). La spécificité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 95,8 % (23/24) et de 100 % (24/24). Pour GC, la sensibilité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (8/8) et de 100 % (8/8). La spécificité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (26/26) et de 100 % (26/26). Sur les 11 406 résultats des tests Aptima Combo 2 de cette étude clinique multicentrique, trois résultats pour CT et neuf pour GC étaient équivoques sur les tests successifs et ont été exclus de l’analyse. Un échantillon était invalide pour les résultats CT et GC et a été exclu de l’étude. Test Aptima Combo 2 48 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Étude clinique des échantillons vaginaux sur écouvillon Dans l’étude clinique multicentrique des écouvillons vaginaux, 1 464 sujets féminins symptomatiques et asymptomatiques se rendant dans des centres pour ITS, chez des gynécologues/obstétriciens, dans des cliniques pour adolescents et des centres de planification familiale, ont été évalués lors de l’étude clinique. Sur les 646 sujets asymptomatiques participant à l’étude, deux avaient moins de 16 ans, 158 avaient entre 16 et 20 ans, 231 avaient entre 21 et 25 ans et 255 avaient plus de 25 ans. Sur les 818 sujets symptomatiques participant à l’étude, 160 avaient entre 16 et 20 ans, 324 avaient entre 21 et 25 ans et 334 avaient plus de 25 ans. Cinq échantillons ont été collectés chez chaque sujet admissible : un échantillon d’urine, un échantillon vaginal collecté par la patiente à l’aide d’un écouvillon, un échantillon vaginal collecté par un clinicien à l’aide d’un écouvillon et deux échantillons endocervicaux aléatoires sur écouvillon. Les résultats du test Aptima Combo 2 ont été obtenus à partir des deux échantillons vaginaux sur écouvillon, d’un des échantillons endocervicaux sur écouvillon, et d’une aliquote de l’échantillon d’urine. Le deuxième échantillon endocervical sur écouvillon et la deuxième aliquote de l’échantillon d’urine ont été testés en utilisant un autre TAAN pour CT offert sur le marché ainsi qu’un autre TAAN pour GC offert sur le marché. Les échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine testés avec le test Aptima Combo 2 ainsi que les autres TAAN offerts sur le marché ont été utilisés comme TAAN de référence pour déterminer l’état d’infection de chaque sujet de l’étude clinique des échantillons vaginaux sur écouvillon. L’analyse des échantillons a été effectuée soit sur le site d’inscription des sujets, soit dans un site d’analyse externe. Tous les calculs de performance étaient basés sur le nombre total des résultats du test Aptima Combo 2 pour les échantillons vaginaux collectés par des patientes et par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon comparés à l’algorithme de l’état d’infection d’un patient. Au total, 2 073 résultats de test CT et 2 073 résultats de test d’écouvillon vaginaux ont été utilisés dans l’analyse de données. Dans l’algorithme, la désignation d’un sujet comme étant infecté ou non infecté par CT ou GC était basée sur les résultats des échantillons endocervicaux sur écouvillon ou d’urine du test Aptima Combo 2 offert sur le marché ainsi que de l’autre TAAN offert sur le marché. Les sujets étaient considérés infectés par CT ou par GC si deux des quatre échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine étaient positifs avec le test Aptima Combo 2 et l’autre TAAN de référence (un échantillon testant positif dans chaque TAAN). Les sujets étaient considérés non infectés si moins de deux résultats de TAAN de référence étaient positifs. Les Tableaux 7b et 11b résument le nombre des résultats de sujets symptomatiques et asymptomatiques désignés comme infectés ou non infectés respectivement par CT ou GC, selon l’algorithme de l’état d’infection des patients. Pour cette étude clinique, deux TAAN offerts sur le marché ont été utilisés afin de déterminer l’état d’infection à GC. La culture n’a pas été utilisée comme test de référence du fait que le test Aptima Combo 2 a déjà été évalué par rapport à cette culture avec d’autres types d’échantillons (consulter Étude clinique des échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon et d’urine pour de plus amples détails). La sensibilité et la spécificité à CT par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le Tableau 5b. Le Tableau 6b indique la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives pour CT du test Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour chaque site clinique et dans l’ensemble. La sensibilité et la spécificité de détection de GC par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le Tableau 9b. Le Tableau 9b indique la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives pour GC du test Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Les échantillons pour lesquels le test Aptima Combo 2 était positif alors que l’état d’infection du patient était négatif (c.-à-d. a priori des faux positifs) ont été analysés par des tests TMA de remplacement pour CT et GC; les séquences cibles de ces tests TMA de Test Aptima Combo 2 49 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique remplacement étaient distinctes de celles ciblées par le test Aptima Combo 2. Les résultats des tests TMA de remplacement n’ont pas été utilisés pour changer les catégories initiales des patients (Tableaux 5b et 9b). Sur les 1 464 sujets inscrits, 13 sujets avaient un état d’infection à CT inconnu et 14 sujets un état d’infection à GC inconnu. Les sujets ont été désignés comme ayant un état d’infection inconnu si des résultats incomplets empêchaient de déterminer de manière concluante leur état d’infection. Les résultats obtenus auprès de ces sujets n’ont été inclus dans aucun des calculs de performance. Sur les 5 782 résultats d’écouvillons vaginaux du test Aptima Combo 2 de l’étude clinique multicentrique, seul un faible pourcentage (28, 0,5 %) d’échantillons vaginaux sur écouvillon a initialement donné des résultats de test invalides ou équivoques pour CT ou GC. Lors des tests de répétition, seulement trois résultats CT et deux résultats GC étaient équivoques et ont été exclus de l’analyse. Aucun échantillon n’a donné un résultat invalide lors des tests de répétition. Étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt Une étude clinique prospective multicentrique a été effectuée pour évaluer l’utilisation de la solution PreservCyt (un composant du ThinPrep 2000 System) comme milieu de remplacement pour les échantillons gynécologiques dans la détection de CT et de GC. Mille six cent quarante-sept (1 647) sujets féminins symptomatiques et asymptomatiques se rendant chez des gynécologues/obstétriciens, des centres de planification familiale, des dispensaires, et des cliniques pour femmes et pour ITS, ont été évalués lors de l’étude clinique. Sur les 1 647 sujets évaluables, 1 288 étaient des sujets asymptomatiques et 359 des sujets symptomatiques. Les sujets ont été inscrits dans des sites où la prévalence de CT s’échelonnait de 3,2 % à 14,0 %, et de 0,0 % à 5,0 % pour GC. Deux échantillons ont été collectés chez chaque sujet admissible : un frottis en milieu liquide PreservCyt et un échantillon endocervical sur écouvillon. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été traités conformément au Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000 (ThinPrep 2000 Processor Operator’s Manual) et à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Après traitement de l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt avec le processeur ThinPrep 2000, l’échantillon a été transféré dans le kit de transfert d’échantillons Aptima pour être testé à l’aide du test Aptima Combo 2. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt et les échantillons endocervicaux sur écouvillon ont été testés à l’aide du test Aptima Combo 2. La sensibilité et la spécificité des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été calculées en comparant les résultats à un algorithme de l’état d’infection des patients. Dans l’algorithme, la désignation d’un sujet comme étant infecté ou non infecté par CT ou GC était basée sur les résultats des échantillons endocervicaux sur écouvillon ou d’urine de deux TAAN offerts sur le marché (Tableaux 7c et 11c). Concernant CT, les TAAN de référence comprenaient le test Aptima Combo 2 et le test Aptima CT. Concernant GC, les TAAN de référence comprenaient le test Aptima Combo 2 et le test Aptima GC. Des résultats positifs aux deux TAAN de référence étaient nécessaires pour établir l’infection du patient. Le patient était jugé non infecté en cas de discordance ou de résultats négatifs avec les deux TAAN de référence. La sensibilité et la spécificité de détection de CT des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt testés avec le test Aptima Combo 2 sont présentées par état des symptômes et pour l’ensemble dans le Tableau 5c. Concernant CT, la sensibilité a été de 96,7 % (87/90) sur l’ensemble. Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la sensibilité était respectivement de 96,7 % (29/30) et 96,7 % (58/60). La spécificité globale de CT des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt était de 99,2 % (1545/1557). Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la spécificité était respectivement de 98,5 % Test Aptima Combo 2 50 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique (324/329) et 99,4 % (1 221/1 228). Le Tableau 6c donne les valeurs de spécificité et de sensibilité du test Aptima Combo 2 pour CT dans les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Concernant CT, la sensibilité s’échelonnait de 92,9 % à 100 %. La spécificité s’échelonnait de 97,7 % à 100 %. La sensibilité et la spécificité de détection de GC des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt testés avec le test Aptima Combo 2 sont présentées par état des symptômes et pour l’ensemble dans le Tableau 9c. Concernant GC, la spécificité globale était de 92,3 % (12/13). Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la sensibilité était respectivement de 100 % (7/7) et 83,3 % (5/6). La spécificité globale de GC des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt était de 99,8 % (1 630/1 634). Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la spécificité était respectivement de 100 % (352/352) et 99,7 % (1278/1282). Le Tableau 10c donne les valeurs de spécificité et de sensibilité du test Aptima Combo 2 pour GC dans les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Concernant GC, la sensibilité s’échelonnait de 80,0 % à 100 %. La spécificité s’échelonnait de 99,0 % à 100 %. La distribution par site clinique des dispositifs d’échantillonnage cervical de cette étude clinique est résumée dans le Tableau 4. Tableau 4 : Résumé concernant les dispositifs d’échantillonnage cervical utilisés dans l’étude des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt Dispositif d’échantillonnage cervical Site clinique de collecte 1 2 3 4 Spatule/cytobrosse 0 124 475 Dispositif endocervical de type balai 100 0 0 Test Aptima Combo 2 51 Total 5 6 287 57 364 1 307 0 240 0 340 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableaux de performance pour Chlamydia trachomatis Sensibilité et spécificité à C. trachomatis Tableau 5a : Échantillons du test Aptima Combo 2 comparés au statut des patients infectés État des symptômes N TP FP4 TN FN Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) Symptomatique 676 190 15a 464 7 96,4 % (92,8–98,6) 96,9 % (94,9–98,2) Écouvillon Asymptomatique b Échantillon 388 70 5 309 4 94,6 % (86,7–98,5) 98,4 % (96,3–99,5) Tous1 1 065 260 20c 774 11 95,9 % (92,9–98,0) 97,5 % (96,1–98,5) Symptomatique 694 199 8d 484 3 98,5 % (95,7–99,7) 98,4 % (96,8–99,3) Asymptomatique 400 77 4 e 316 3 96,3 % (89,4–99,2) 98,8 % (96,8–99,7) Tous1 1 095 276 12f 801 6 97,9 % (95,4–99,2) 98,5 % (97,4–99,2) Symptomatique 819 133 22g 653 11 92,4 % (86,7–96,1) 96,7 % (95,1–97,9) Écouvillon Asymptomatique Homme Urine 569 61 6 501 1 98,4 % (91,3–100) 98,8 % (97,4–99,6) Tous2 1 389 195 28i 1 154 12 94,2 % (90,1–97,0) 97,6 % (96,6–98,4) Symptomatique 821 136 8j 668 9 93,8 % (88,5–97,1) 98,8 % (97,7–99,5) Asymptomatique 569 Tous2 1 391 Symptomatique Écouvillon Asymptomatique h Femme Urine 60 5 k 502 2 96,8 % (88,8–99,6) 99,0 % (97,7–99,7) 197 13l 1 170 11 94,7 % (90,7–97,3) 98,9 % (98,1–99,4) 1 495 323 37m 1 117 18 94,7 % (91,8–96,8) 96,8 % (95,6–97,7) 957 131 11 810 5 96,3 % (91,6–98,8) 98,7 % (97,6–99,3) Tous3 2 454 455 48o 1 928 23 95,2 % (92,9–96,9) 97,6 % (96,8–98,2) Symptomatique 1 515 335 16p 1 152 12 96,5 % (94,0–98,2) 98,6 % (97,8–99,2) Asymptomatique 969 Tous3 2 486 n Total Urine 137 9 q 818 5 96,5 % (92,0–98,8) 98,9 % (97,9–99,5) 473 25r 1 971 17 96,5 % (94,5–98,0) 98,7 % (98,2–99,2) TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, IC = intervalle de confiance. 1 Comprend 1 sujet masculin chez qui aucun symptôme n’a été signalé. 2 Comprend 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé. 3 Comprend 1 sujet masculin et 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé. 4 Les résultats du test TMA de remplacement pour CT représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons testés : a11/14, b3/5, c14/19, d4/8, e0/4, f4/12, g18/22 h4/6, i22/28, j2/8, k1/5, l3/13, m29/36, n7/11, o36/47, p6/16, q1/9, et r7/25. Tableau 5b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection des patients Échantillon État des symptômes N TP FP1 TN FN Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) Collecté par Écouvillon la patiente vaginal Asymptomatique 628 60 18a 549 1 98,4 % (91,2–100) 96,8 % (95,0–98,1) Symptomatique 809 111 25b 669 4 96,5 % (91,3–99,0) 96,4 % (94,7–97,7) Asymptomatique 636 59 16 c 559 2 96,7 % (88,7–99,6) 97,2 % (95,5–98,4) Tous 1 445 170 41 d 1 228 6 96,6 % (92,7–98,7) 96,8 % (95,6–97,7) Collecté par Écouvillon un clinicien vaginal TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, IC = intervalle de confiance. 1 Les résultats du test TMA d’amplification de remplacement pour CT représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons testés : a15/18, b17/25, c15/16, et d32/41. Test Aptima Combo 2 52 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 5c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients État des symptômes Asymptomatique Symptomatique Tous Résultats AC2/CT PreservCyt +/+ +/- -/+ -/- Positif 58 1 0 6 Négatif 2 1 12 1 208 Total 60 2 12 1 214 Positif 29 0 0 5 Négatif 1 3 4 317 Total 30 3 4 322 Positif 87 1 0 11 Négatif 3 4 16 1 525 Total 90 5 16 1 536 Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) 96,7 % (88,5–99,6) 99,4 % (98,8–99,8) 96,7 % (82,8–99,9) 98,5 % (96,5–99,5) 96,7 % (90,6–99,3) 99,2 % (98,7–9,6) CI = intervalle de confiance. +/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. +/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. -/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. -/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. Test Aptima Combo 2 53 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Performance pour C. trachomatis par site clinique Tableau 6a : Comparaison des échantillons du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients Échantillon Écouvillon Site N TP FP TN FN Prév. (%) Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) VPP (%) VPN (%) 1 157 35 6 115 1 22,9 97,2 % (85,5–99,9) 95,0 % (89,5–98,2) 85,4 99,1 2 93 19 2 72 0 20,4 100 % (82,4–100) 97,3 % (90,6–99,7) 90,5 100 3 248 76 5 165 2 31,5 97,4 % (91,0–99,7) 97,1 % (93,3–99,0) 93,8 98,8 4 51 12 1 38 0 23,5 100 % (73,5–100) 97,4 % (86,5–99,9) 92,3 100 5 138 24 0 113 1 18,1 96,0 % (79,6–99,9) 100 % (96,8–100) 100 99,1 6 353 74 6 268 5 22,4 93,7 % (85,8–97,9) 97,8 % (95,3–99,2) 92,5 98,2 7 25 20 0 3 2 88,0* 90,9 % (70,8–98,9) 100 % (29,2–100) 100 60,0 TOUS 1 065 260 20 774 11 25,4 95,9 % (92,9–98,0) 97,5 % (96,1–98,5) 92,9 98,6 Homme Urine 1 157 35 6 115 1 22,9 97,2 % (85,5–99,9) 95,0 % (89,5–98,2) 85,4 99,1 2 96 22 1 73 0 22,9 100 % (84,6–100) 98,6 % (92,7–100) 95,7 100 3 249 78 2 169 0 31,3 100 % (95,4–100) 100 % (95,8–99,9) 97,5 100 4 51 12 0 39 0 23,5 100 % (73,5–100) 98,8 % (91,0–100) 100 100 5 162 31 2 129 0 19,1 100 % (88,8–100) 98,5 % (94,6–99,8) 93,9 100 6 353 74 1 273 5 22,4 93,7 % (85,8–97,9) 99,6 % (98,0–100) 98,7 98,2 7 27 24 0 3 0 88,9* 100 % (85,8–100) 100 % (29,2–100) 100 100 TOUS 1 095 276 12 801 6 25,8 97,9 % (95,4–99,2) 98,5 % (97,4–99,2) 95,8 99,3 34 4 110 2 24,0 94,4 % (81,3–99,3) 96,5 % (91,3–99,0) 89,5 98,2 1 Écouvillon 150 2 81 11 1 68 1 14,8 91,7 % (61,5–99,8) 98,6 % (92,2–100) 91,7 98,6 3 184 51 13 114 6 31,0 89,5 % (78,5–96,0) 89,8 % (83,1–94,4) 79,7 95,0 4 196 27 2 167 0 13,8 100 % (87,2–100) 98,8 % (95,8–99,9) 93,1 100 5 370 27 1 341 1 7,6 96,4 % (81,7–99,9) 99,7 % (98,4–100) 96,4 99,7 6 274 35 7 230 2 13,5 94,6 % (81,8–99,3) 97,0 % (94,0–98,8) 83,3 99,1 7 134 10 0 124 0 7,5 100 % (69,2–100) 100 % (97,1–100) 100 100 TOUS 1 389 195 28 1 154 12 14,9 94,2 % (90,1–97,0) 97,6 % (96,6–98,4) 87,4 99,0 Femme Urine 1 150 34 4 110 2 24,0 94,4 % (81,3–99,3) 96,5 % (91,3–99,0) 89,5 98,2 2 81 12 1 68 0 14,8 100 % (73,5–100) 98,6 % (92,2–100) 92,3 100 3 185 54 3 125 3 30,8 94,7 % (85,4–98,9) 97,7 % (93,3–99,5) 94,7 97,7 4 196 24 2 167 3 13,8 88,9 % (70,8–97,6) 98,8 % (95,8–99,9) 92,3 98,2 5 369 28 2 338 1 7,9 96,6 % (82,2–99,9) 99,4 % (97,9–99,9) 93,3 99,7 6 276 35 1 238 2 13,4 94,6 % (81,8–99,3) 99,6 % (97,7–100) 97,2 99,2 7 134 10 0 124 0 7,5 100 % (69,2–100) 100 % (97,1–100) 100 100 TOUS 1 391 197 13 1 170 11 15,0 94,7 % (90,7–97,3) 98,9 % (98,1–99,4) 93,8 99,1 TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, Prév. = prévalence, IC = intervalle de confiance, VPP = valeur prédictive positive, VPN = valeur prédictive négative. *Prévalence surestimée due au fait que la collecte initiale s’est limitée au dépistage des sujets symptomatiques. Test Aptima Combo 2 54 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 6b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection des patients Échantillon Collecté par la patiente Collecté par un clinicien Écouvillon vaginal Écouvillon vaginal Site N TP FP TN FN Prév. (%) 1 70 14 3 53 0 2 45 13 3 29 3 45 4 2 39 4 152 6 3 5 130 7 3 6 75 8 2 7 68 5 1 Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) VPP (%) VPN (%) 20,0 100 % (76,8–100) 94,6 % (85,1–98,9) 82,4 100 0 28,9 100 % (75,3–100) 90,6 % (75,0–98,0) 81,3 100 0 8,9 100 % (39,8–100) 95,1 % (83,5–99,4) 66,7 100 142 1 4,6 85,7 % (42,1–99,6) 99,7 % (94,1–99,6) 66,7 99,3 120 0 5,4 100 % (59,0–100) 97,6 % (93,0–99,5) 70,0 100 65 0 10,7 100 % (63,1–100) 97,0 % (89,6–99,6) 80,0 100 62 0 7,4 100 % (47,8–100) 98,4 % (91,5–100) 100 83,3 8 43 3 1 39 0 7,0 100 % (29,2–100) 97,5 % (86,8–99,9) 75,0 100 TOUS 628 60 18 549 1 9,7 98,4 % (91,2–100) 96,8 % (95,0–98,1) 76,9 99,8 1 227 34 9 182 2 15,9 94,4 % (81,3–99,3) 95,3 % (91,2–97,8) 79,1 98,9 2 196 50 5 139 2 26,5 96,2 % (86,8–99,5) 96,5 % (92,1–98,9) 90,9 98,6 3 113 9 3 101 0 8,0 100 % (66,4–100) 97,1 % (91,8–99,4) 75,0 100 4 262 19 11 231 1 7,6 95,0 % (75,1–99,9) 95,5 % (92,0–97,7) 63,3 99,6 5 199 13 2 184 0 6,5 100 % (75,3–100) 98,9 % (96,2–99,9) 86,7 100 6 296 33 9 254 0 11,1 100 % (89,4–100) 96,6 % (93,6–98,4) 78,6 100 7 102 9 1 91 1 9,8 90,0 % (55,5–99,7) 98,9 % (94,1–100) 98,9 90,0 8 50 3 1 46 0 6,0 100 % (29,2–100) 97,9 % (88,7–99,9) 75,0 100 TOUS 1 445 170 41 1 228 6 12,2 96,6 % (92,7–98,7) 96,8 % (95,6–97,7) 80,6 99,5 TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, Prév. = prévalence, IC = intervalle de confiance, VPP = valeur prédictive positive, VPN = valeur prédictive négative, IC = intervalle de confiance, VPP = valeur prédictive positive, VPN = valeur prédictive négative. Test Aptima Combo 2 55 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 6c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients Site 1 2 3 4 5 6 Tous Résultats AC2/CT PreservCyt +/+ +/- -/+ -/- Positif 14 0 0 2 Négatif 0 0 1 83 Total 14 0 1 85 Positif 4 0 0 0 Négatif 0 0 2 118 Total 4 0 2 118 Positif 29 0 0 2 Négatif 2 0 2 440 Total 31 0 2 442 Positif 8 1 0 4 Négatif 0 2 1 271 Total 8 3 1 275 Positif 13 0 0 2 Négatif 1 1 4 276 Total 14 1 4 278 Positif 19 0 0 1 Négatif 0 1 6 337 338 Total 19 1 6 Positif 87 1 0 11 Négatif 3 4 16 1 525 Total 90 5 16 1 536 Prév. Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) (%) VPP (%) VPN (%) 14,0 100 % (76,8–100) 97,7 % (91,9–99,7) 87,5 100 3,2 100 % (39,8–100) 100 % (97,0–100) 100 100 6,5 93,5 % (78,6–99,2) 99,5 % (98,4–99,9) 93,5 99,5 2,8 100 % (63,1–100) 98,2 % (95,9–99,4) 61,5 100 4,7 92,9 % (66,1–99,8) 99,3 % (97,5–99,9) 86,7 99,6 5,2 100 % (82,4–100) 99,7 % (98,4–100) 95,0 100 5,5 96,7 % (90,6–99,3) 99,2 % (98,7–99,6) 87,9 99,8 Prév. = prévalence, IC = intervalle de confiance, VPP = valeur prédictive positive, VPN = valeur prédictive négative. +/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. +/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. -/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. -/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test ACT. Test Aptima Combo 2 56 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Analyse de Chlamydia trachomatis pour l’état d’infection de patientes Tableau 7a : Écouvillon endocervical et échantillon d’urine État d’infection de la patiente TAAN 1 Test Aptima Combo 2 TAAN 2 État des symptômes FU FS FU FS FU FS Infectée S.O. S.O. + + + + Symptomatique Asymptomatique 1 0 Infectée S.O. + S.O. + + + 1 0 Infectée S.O. + + + - + 0 1 Infectée - + S.O. + - + 1 0 Infectée - + - + - + 4 0 Infectée - + - + + + 6 1 Infectée - + + + - + 1 0 3 Infectée - + + + + + 7 Infectée + S.O. + + + + 1 0 Infectée + - S.O. + + - 1 0 Infectée + - + - - - 1 0 Infectée + - + - + - 7 1 Infectée + - + - + + 2 1 Infectée + - + + + - 1 0 Infectée + - + + + + 3 3 Infectée + + S.O. + + + 6 2 Infectée + + - S.O. + + 1 0 Infectée + + - + + + 7 3 Infectée + + + S.O. + + 1 0 Infectée + + + - + + 2 2 Infectée + + + + - - 1 0 Infectée + + + + - + 1 1 Infectée + + + + + S.O. 1 0 44 Infectée + + + + + + 88 Non infectée - - - - S.O. - 1 1 Non infectée - - - - - S.O. 2 1 497 Non infectée - - - - - - 648 Non infectée - - - - - + 18 4 Non infectée - - - - + - 4 3 Non infectée - - - - + + Total 4 2 822 570 FU = urine féminine, FS = écouvillon endocervical féminin. « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Test Aptima Combo 2 57 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 7b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon État d’infection de la patiente TAAN 2 (Aptima Combo 2) TAAN 1 FS FU FS Test Aptima Combo 2 FU PVS CVS État des symptômes Total Symptomatique Asymptomatique Infectée + + + + + + 79 43 122 Infectée + + + + + - 0 1 1 Infectée + + + + - + 1 0 1 Infectée + + + + S.O. - 1 0 1 Infectée + - + + + + 8 5 13 Infectée + - + + - - 1 0 1 Infectée + - + + S.O. + 1 0 1 Infectée + = + + + + 1 0 1 Infectée - + + + + + 8 3 11 Infectée - + + + - - 1 0 1 Infectée - - + + + + 1 2 3 Infectée - S.O. + + + + 1 0 1 Infectée + + + - + + 5 3 8 Infectée + - + - + + 5 0 5 Infectée + - + - - + 2 0 2 Infectée + + - + + + 0 1 1 Infectée - + - + + + 1 4 5 Infectée - + - + + - 1 0 1 Infectée - + - + - - 0 1 1 Non infectée - - + - + + 0 4 4 Non infectée - - + - + - 2 1 3 Non infectée - - + - - + 2 1 3 Non infectée - - + - - - 6 4 10 Non infectée - - + - S.O. + 1 0 1 Non infectée - - + - S.O. - 1 0 1 Non infectée - - - + + + 4 2 6 Non infectée - - - + + - 1 0 1 Non infectée - - - + - - 0 2 2 Non infectée + - - - - - 1 1 2 Non infectée - + - - - - 1 2 3 Non infectée - - - - + + 3 2 5 Non infectée - - - - + - 2 7 9 Non infectée - - - - - + 12 3 15 Non infectée - - - - - - 623 516 1 139 Non infectée - - - - - S.O. 0 2 2 Non infectée - - - - - = 1 0 1 Non infectée - - - - S.O. + 0 1 1 Non infectée - - - - S.O. - 11 8 19 Non infectée - - - - S.O. S.O. 1 0 1 Non infectée - - - - S.O. = 0 1 1 Non infectée - - - - = + 0 1 1 Non infectée - S.O. - - - - 2 2 4 Non infectée - S.O. - - S.O. - 0 1 1 Non infectée - = - - - - 12 9 21 Non infectée - = - - - S.O. 0 1 1 Non infectée = - - - - - 1 1 2 Test Aptima Combo 2 58 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 7b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon (suite) État d’infection de la patiente TAAN 2 (Aptima Combo 2) TAAN 1 FS FU Non infectée - Non infectée - Non infectée Non infectée Test Aptima Combo 2 État des symptômes Total FS FU PVS CVS - - S.O. - - 0 1 - S.O. - - - 5 4 9 - - = - - + 1 0 1 - - = - - - Total Symptomatique Asymptomatique 1 1 0 1 811 640 1 451 FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine; PVS = écouvillon vaginal collecté par la patiente (patientes asymptomatiques); CVS = écouvillon vaginal collecté par un clinicien. « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. Tableau 7c : Résultats pour l’état d’infection des patientes par C. trachomatis provenant de l’étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt État d’infection de la patiente Résultat pour échantillon endocervical sur écouvillon Test Aptima Combo 2 État des symptômes Test de dépistage Aptima CT Symptomatique Asymptomatique Infectée + + 30 60 Non infectée - + 4 12 Non infectée + - 3 2 Non infectée - - 322 1 214 359 1 288 Total Analyse de C. trachomatis pour l’état d’infection de patients de sexe masculin Tableau 8 : Analyse des échantillons urétraux sur écouvillon et d’urine pour déterminer l’état d’infection par C. trachomatis des patients de sexe masculin État d’infection de la patiente Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Infectée Non infectée Non infectée Non infectée Non infectée Non infectée Non infectée Total TAAN 1 MU S.O. + + + + + + + + + + + + + - MS + + S.O. S.O. S.O. + + + + + + + + - TAAN 2 MU + + + + + + + S.O. S.O. + + + + + - Test Aptima Combo 2 MU + + + + + + + + + + + + S.O. + + MS + + S.O. + + + + + + S.O. + S.O. + + État des symptômes Symptomatique 2 10 4 2 21 3 4 1 8 12 1 1 1 1 131 0 13 461 10 3 5 694 Asymptomatique 0 4 6 0 1 3 3 0 2 4 0 3 0 1 53 2 8 303 5 4 0 402 MU = urine masculine, MS = écouvillon urétral masculin. « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Test Aptima Combo 2 59 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableaux de performance pour Neisseria gonorrhoeae Sensibilité et spécificité à N. gonorrhoeae Tableau 9a : Échantillons du test Aptima Combo 2 comparés au statut des patients infectés Échantillon Écouvillon État des symptômes N TP FP4 TN FN Symptomatique 724 304 5a Asymptomatique 378 Tous1 1 103 Symptomatique Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) 412 3 15 b 99,0 % (97,2–99,8) 98,8 % (97,2–99,6) 12 351 0 100 % (78,2–100) 319 17c 764 3 99,1 % (97,3–99,8) 97,8 % (96,5–98,7) 750 311 1d 433 5 98,4 % (96,3–99,5) 99,8 % (98,7–100) Asymptomatique 383 13 2 e 368 0 100 % (75,3–100) 99,5 % (98,1–99,9) Tous1 1 134 324 3f 802 5 98,5 % (96,5–99,5) 99,6 % (98,9–99,9) Symptomatique 881 94 15g 772 0 100 % (96,2–100) Asymptomatique 596 Tous2 1 479 Symptomatique 96,7 % (94,3–98,3) Homme Urine Écouvillon 98,1 % (96,9–98,9) 31 2 h 562 1 96,9 % (83,8–99,9) 99,6 % (98,7–100) 126 17i 1 335 1 99,2 % (95,7–100) 98,7 % (98,0–99,3) 883 87 7j 782 7 92,6 % (85,3–97,0) 99,1 % (98,2–99,6) Asymptomatique 599 Tous2 1 484 Symptomatique Femme Urine Écouvillon 28 3 k 564 4 87,5 % (71,0–96,5) 99,5 % (98,5–99,9) 116 10l 1 347 11 91,3 % (85,0–95,6) 99,3 % (98,6–99,6) 1 605 398 20m 1 184 3 99,3 % (97,8–99,8) 98,3 % (97,4–99,0) Asymptomatique 974 46 14 913 1 97,9 % (88,7–99,9) 98,5 % (97,5–99,2) Tous3 2 582 445 34o 2 099 4 99,1 % (97,7–99,8) 98,4 % (97,8–98,9) Symptomatique 1 633 398 8p 1 215 12 97,1 % (94,9–98,5) 99,3 % (98,7–99,7) Asymptomatique 982 Tous3 2 618 n Total Urine 41 5 q 932 4 91,1 % (78,8–97,5) 99,5 % (98,8–99,8) 440 13r 2 149 16 96,5 % (94,4–98,0) 99,4 % (99,0–99,7) TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, IC = intervalle de confiance. 1 Comprend 1 sujet masculin chez qui aucun symptôme n’a été signalé. 2 Comprend 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé. 3 Comprend 1 sujet masculin et 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé. 4 Les résultats du test TMA de remplacement pour GC représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons testés : a 5/5, b12/12, c17/17, d0/1, e2/2, f2/3, g13/15, h2/2, i15/17, j4/7, k0/2, l4/9, m18/20, n14/14, o32/34, p4/8, q2/4, et r6/12. Tableau 9b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection des patients Échantillon Collecté par la patiente Collecté par un clinicien Écouvillon vaginal Écouvillon vaginal État des symptômes N TP FP1 TN FN Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) Asymptomatique 629 21 3a 605 0 100 % (83,9–100) 99,5 % (98,6–99,9) 99,4 % (98,8–99,7) Tous 1 423 74 8 1 341 0 100 % (95,1–100) Symptomatique 807 51 7b 747 2 96,2 % (87,0–99,5) 99,1 % (98,1–99,6) Asymptomatique 637 21 4c 611 1 95,5 % (77,2–99,9) 99,3 % (98,3–99,8) Tous 1 444 72 11d 1 358 3 96,0 % (88,8–99,2) 99,2 % (98,6–99,6) TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, IC = intervalle de confiance. Les résultats du test TMA d’amplification de remplacement pour GC représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons testés : a3/3, b6/7, c3/4, et d9/11. 1 Test Aptima Combo 2 60 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 9c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients État des symptômes Résultats du test Aptima Combo2/de la solution PreservCyt pour GC +/+ +/- -/+ Positif 5 0 11 3 Négatif 1 0 5 1 273 Total 6 0 6 1 276 Positif 7 0 0 0 Asymptomatique Symptomatique Tous -/- Négatif 0 0 0 352 Total 7 0 0 352 Positif 12 0 1 3 Négatif 1 0 5 1 625 Total 13 0 6 1 628 Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) 83,3 % (35,9–99,6) 99,7 % (99,2–99,9) 100 % (59,0–100) 100 % (99,0–100) 92,3 % (64,0–99,8) 99,8 % (99,4–99,9) IC = intervalle de confiance. Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : un résultat équivoque pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 et un résultat positif avec le test Aptima GC. +/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. +/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. -/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. -/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. 1 Test Aptima Combo 2 61 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Performance pour Neisseria gonorrhoeae par site clinique Tableau 10a : Échantillons du test Aptima Combo 2 comparés au statut des patients infectés Échantillon Écouvillon Site N TP FP TN FN Prév. (%) 1 159 56 1 101 1 35,8 Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) VPP (%) VPN (%) 98,2 % (90,6–100) 99,0 % (94,7–100) 98,2 99,0 2 97 13 0 84 0 13,4 100 % (75,3–100) 100 % (95,7–100) 100 100 3 264 71 6 187 0 26,9 100 % (94,9–100) 96,9 % (93,4–98,9) 92,2 100 4 53 20 0 33 0 37,7 100 % (83,2–100) 100 % (89,4–100) 100 100 5 139 12 0 127 0 8,6 100 % (73,5–100) 100 % (97,1–100) 100 100 6 336 94 10 231 1 28,3 98,9 % (94,3–100) 95,9 % (92,5–98,0) 90,4 99,6 7 55 53 0 1 1 98,2* 98,1 % (90,1–100) 100 % (2,5–100) 100 50,0 TOUS 1 103 319 17 764 3 29,2 99,1 % (97,3–99,8) 97,8 % (96,5–98,7) 94,9 99,6 Homme Urine 1 161 57 0 103 1 36,0 98,3 % (90,8–100) 100 % (96,5–100) 100 99,0 2 104 19 0 85 0 18,3 100 % (82,4–100) 100 % (95,8–100) 100 100 3 265 71 2 192 0 26,8 100 % (94,9–100) 99,0 % (96,3–99,9) 97,3 100 4 53 20 0 33 0 37,7 100 % (83,2–100) 100 % (89,4–100) 100 100 5 160 14 0 146 0 8,8 100 % (76,8–100) 100 % (97,5–100) 100 100 6 335 89 1 241 4 27,8 95,7 % (89,4–98,8) 99,6 % (97,7–100) 98,9 98,4 7 56 54 0 2 0 96,4* 100 % (93,4–100) 100 % (15,8–100) 100 100 TOUS 1 134 324 3 802 5 29,0 98,5 % (96,5–99,5) 99,6 % (98,9–99,9) 99,1 99,4 30 2 164 0 15,3 100 % (88,4–100) 93,8 100 1 Écouvillon 196 98,8 % (95,7–99,9) 2 83 9 1 72 1 12,0 90,0 % (55,5–99,7) 98,6 % (92,6–100) 90,0 98,6 3 191 31 2 158 0 16,2 100 % (88,8–100) 98,8 % (95,6–99,8) 93,9 100 4 215 7 0 208 0 3,3 100 % (59,0–100) 100 % (98,2–100) 100 100 5 382 8 1 373 0 2,1 100 % (63,1–100) 99,7 % (98,5–100) 88,9 100 6 278 36 8 234 0 12,9 100 % (90,3–100) 96,7 % (93,6–98,6) 81,8 100 7 134 5 3 126 0 3,7 100 % (47,8–100) 97,7 % (93,4–99,5) 62,5 100 TOUS 1 479 126 17 1 335 1 8,6 99,2 % (95,7–100) 98,7 % (98,0–99,3) 88,1 99,9 Femme Urine 1 196 24 2 164 6 15,3 80,0 % (61,4–92,3) 98,8 % (95,7–99,9) 92,3 96,5 2 83 9 1 72 1 12,0 90,0 % (55,5–99,7) 98,6 % (92,6–100) 90,0 98,6 3 191 30 2 158 1 16,2 96,8 % (83,3–99,9) 98,8 % (95,6–99,8) 93,8 99,4 4 215 5 2 206 2 3,3 71,4 % (29,0–96,3) 99,0 % (96,6–99,9) 71,4 99,0 5 383 8 0 375 0 2,1 100 % (63,1–100) 100 % (99,0–100) 100 100 6 282 35 2 244 1 12,8 97,2 % (85,5–99,9) 99,2 % (97,1–99,9) 94,6 99,6 7 134 5 1 128 0 3,7 100 % (47,8–100) 99,2 % (95,8–100) 83,3 100 TOUS 1 484 116 10 1 347 11 8,6 91,3 % (85,0–95,6) 99,3 % (98,6–99,6) 92,1 99,2 TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, Prév. = prévalence, IC = intervalle de confiance, VPP = valeur prédictive positive, VPN = valeur prédictive négative. *Prévalence surestimée due au fait que la collecte initiale s’est limitée au dépistage des sujets symptomatiques. Test Aptima Combo 2 62 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 10b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection des patients Échantillon Collecté par la patiente Collecté par un clinicien Écouvillon vaginal Écouvillon vaginal Site N TP FP TN FN Prév. (%) Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) VPP (%) VPN (%) 1 70 5 1 65 0 7,1 100 % (47,8–100) 98,5 (91,7–100) 83,3 100 2 46 7 0 39 0 15,2 100 % (59,0–100) 100 % (91,0–100) 100 100 3 45 2 0 43 0 4,4 100 % (15,8–100) 100 % (91,8–100) 100 100 4 152 1 0 151 0 0,7 100 % (2,5–100) 100 % (97,6–100) 100 100 5 130 1 0 129 0 0,8 100 % (2,5–100) 100 % (97,2–100) 100 100 6 75 5 2 68 0 6,7 100 % (47,8–100) 97,1 (90,1–99,7) 71,4 100 7 68 0 0 68 0 0,0 S.O. 100 % (94,7–100) S.O. 100 8 43 0 0 43 0 0,0 S.O. 100 % (91,8–100) S.O. 100 TOUS 629 21 3 605 0 3,3 100 % (83,9–100) 99,5 (98,6–99,9) 87,5 100 1 227 12 3 212 0 5,3 100 % (73,5–100) 98,6 % (96,0–99,7) 80,0 100 2 196 31 2 163 0 15,8 100 % (88,8–100) 98,8 % (95,7–99,9) 93,9 100 3 113 3 0 109 1 3,5 75,0 % (19,4–99,4) 100 % (96,7–100) 100 99,1 4 262 5 2 255 0 1,9 100 % (47,8–100) 99,2 % (97,2–99,9) 71,4 100 5 198 2 0 196 0 1,0 100 % (15,8–100) 100 100 6 296 18 4 272 2 6,8 90,0 % (68,3–98,8) 98,6 % (96,3–99,6) 81,8 99,3 7 102 0 0 102 0 0,0 8 50 1 0 49 0 TOUS 1 444 72 11 1 358 3 100 % (98,1–100) S.O. 100 % (96,4–100) S.O. 100 2,0 100 % (2,5–100) 100 % (92,7–100) 100 100 5,2 96,0 % (88,8–99,2) 99,2 % (98,6–99,6) 86,7 99,8 TP = vrai positif, FP = faux positif, TN = vrai négatif, FN = faux négatif, Prév. = prévalence, IC = intervalle de confiance, VPP = valeur prédictive positive, VPN = valeur prédictive négative. Test Aptima Combo 2 63 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 10c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients Site 1 2 3 4 5 6 Tous Résultats AC2/GC PreservCyt +/+ +/- -/+ -/- Positif 5 0 0 0 Négatif 0 0 0 95 Total 5 0 0 95 Positif 1 0 0 0 Négatif 0 0 0 123 Total 1 0 0 123 Positif 4 0 0 0 Négatif 1 0 0 470 Total 5 0 0 470 Positif 1 0 0 0 Négatif 0 0 3 283 Total 1 0 3 283 Positif 0 0 0 3 Négatif 0 0 0 294 Total 0 0 0 297 Positif 1 0 11 0 Négatif 0 0 2 360 Total 1 0 3 360 Positif 12 0 1 3 Négatif 1 0 5 1 625 Total 13 0 6 1 628 Prév. (%) Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %) VPP (%) VPN (%) 5,0 100 % (47,8–100) 100 % (96,2–100) 100 100 0,8 100 % (2,5–100) 100 % (97,0–100) 100 100 1,1 80,0 % (28,4–99,5) 100 % (99,2–100) 100 99,8 0,3 100 % (2,5–100) 100 % (98,7–100) 100 100 0,0 S.O. 99,0 % (97,1–99,8) 0,0 100 0,3 100 % (2,5–100) 99,7 % (98,5–100) 50,0 100 0,8 92,3 % (64,0–99,8) 99,8 % (99,4–99,9) 75,0 99,9 Prév. = prévalence; IC = intervalle de confiance; VPP = valeur prédictive positive; VPN = valeur prédictive négative. 1 Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : un résultat équivoque pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 et un résultat positif avec le test Aptima GC. +/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. +/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. -/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. -/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AGC. Test Aptima Combo 2 64 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Analyse de Neisseria gonorrhoeae pour l’état d’infection de patientes Tableau 11a : Écouvillon endocervical et échantillon d’urine État d’infection de la patiente TAAN Culture Test Aptima Combo 2 État des symptômes FU FS FS FU FS Symptomatique Asymptomatique Infectée S.O. + + + + 1 1 Infectée - - + - - 0 1 Infectée - + + - + 5 2 Infectée - + + + + 9 2 Infectée + S.O. + + + 1 0 Infectée + - + + + 3 1 Infectée + + S.O. + + 0 1 Infectée + + - + + 11 2 Infectée + + + - + 2 1 Infectée + + + + + 62 21 Non infectée - - - - S.O. 2 3 Non infectée - - - - - 768 559 Non infectée - - - - + 12 2 Non infectée - - - + - 4 3 Non infectée - - - + + Total 3 0 883 599 FU = urine masculine; FS = écouvillon urétral masculin. « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Test Aptima Combo 2 65 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 11b : Analyse des échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon État d’infection de la patiente TAAN 1 FS Test Aptima Combo 2 TAAN 2 FU FS FU PVS CVS État des symptômes Total Symptomatique Asymptomatique Infectée + + + + + + 44 15 Infectée + + + + + - 1 0 59 1 Infectée + + + + S.O. + 0 1 1 Infectée + - + + + + 2 2 4 Infectée + S.O. + + + + 1 0 1 Infectée - + + + + + 1 1 2 Infectée - - + + + + 1 1 2 Infectée + + + - + + 1 0 1 Infectée + - + - + + 1 1 2 Infectée + - + - + - 1 0 1 Infectée + + - + + + 1 0 1 Infectée - + - + + + 0 1 1 Infectée - + - + + - 0 1 1 Infectée + + - - - + 1 0 1 Non infectée - - + - - - 5 1 6 Non infectée - - - + - - 1 0 1 Non infectée + - - - + + 1 0 1 Non infectée + - - - - - 5 2 7 Non infectée - + - - + + 0 1 1 Non infectée - + - - - - 2 1 3 Non infectée - - - - + + 2 0 2 Non infectée - - - - + - 1 1 2 Non infectée - - - - - + 2 2 4 Non infectée - - - - - - 698 577 1 275 Non infectée - - - - - S.O. 0 2 2 Non infectée - - - - - = 2 0 2 Non infectée - - - - S.O. - 15 9 24 Non infectée - - - - S.O. S.O. 1 0 1 Non infectée - S.O. - - - - 2 2 4 Non infectée - S.O. - - S.O. - 0 1 1 Non infectée - = - - - - 11 10 21 Non infectée - = - - - S.O. 0 1 1 Non infectée = - - - - - 1 1 2 Non infectée - - - S.O. - - 0 1 1 Non infectée - - S.O. - - - 5 4 9 Non infectée - - = - - - 1 1 2 810 640 1 450 Total FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine; PVS = écouvillon vaginal collecté par la patiente (patientes asymptomatiques); CVS = écouvillon vaginal collecté par un clinicien. « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. Test Aptima Combo 2 66 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Analyse de N. gonorrhoeae pour l’état d’infection de patientes Tableau 11c : Résultats pour l’état d’infection des patients par N. gonorrhoeae provenant de l’étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt État d’infection de la patiente Résultat pour échantillon endocervical sur écouvillon État des symptômes Aptima Combo 2 Aptima GC Symptomatique Asymptomatique Infectée + + 7 6 Non infectée = + 0 1 Non infectée - + 0 5 Non infectée - - Total 352 1 276 359 1 288 Analyse de N.gonorrhoeae pour l’état d’infection de patients de sexe masculin Tableau 12 : Écouvillon urétral et échantillon d’urine État d’infection de la patiente TAAN 1 Culture Test Aptima Combo 2 État des symptômes MU MS MS MU MS Symptomatique Infectée S.O. + + + + 1 Asymptomatique 0 Infectée - S.O. + S.O. + 0 1 Infectée - S.O. + + + 1 0 Infectée - - + - - 1 0 1 Infectée - + + + + 4 Infectée + S.O. + S.O. + 0 1 Infectée + S.O. + + S.O. 8 0 Infectée + S.O. + + - 1 0 Infectée + S.O. + + + 50 1 Infectée + - + + + 4 1 Infectée + + S.O. + + 1 0 Infectée + + - + + 11 1 Infectée + + + - - 1 0 Infectée + + + - + 3 0 Infectée + + + + S.O. 1 0 9 Infectée + + + + + 229 Non infectée - - - S.O. - 0 1 Non infectée - - - S.O. + 0 1 Non infectée - - - - S.O. 17 9 Non infectée - - - - - 411 349 Non infectée - - - - + 5 10 Non infectée - - - + - 1 1 Non infectée - - - + + 0 1 750 387 Total MU = urine masculine, MS = écouvillon urétral masculin. « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Test Aptima Combo 2 67 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Distribution des RLU des contrôles Aptima La distribution des RLU pour le contrôle positif, GC/contrôle négatif, Aptima CT et le contrôle positif, CT/contrôle négatif, Aptima GC pour toutes les séries de test Aptima Combo 2 effectuées lors des études d’échantillons cliniques est présentée ci-dessous dans le Tableau 13. Tableau 13 : Distribution du total de RLU des contrôles de test Aptima Combo 2 Total de RLU (x1 000) Contrôle Contrôle positif CT/contrôle négatif GC Contrôle positif GC/contrôle négatif CT Statistiques Étude clinique des Étude clinique des Étude clinique des échantillons de échantillons échantillons endocervicaux frottis en milieu vaginaux sur et urétraux masculins sur liquide PreservCyt écouvillon écouvillon et d’urine Maximum 1 572 1 996 1 747 75e centile 1 160 1 279 1 264 Médiane 1 063 1 135 1 165 25e centile 996 933 1 024 Minimum 274 174 494 Maximum 1 359 1 420 1 438 75e centile 1 202 1 255 1 288 Médiane 1 093 1 169 1 201 25e centile 989 1 084 1 099 Minimum 167 249 166 Étude de la précision Des tests de précision ont été effectués dans trois sites pour obtenir les mesures de répétabilité et de reproductibilité. Des études de précision ont été effectuées dans le cadre de l’étude clinique sur les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon et d’urine ainsi que dans celle portant sur les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Lors de l’étude précédente, chaque site avait reçu trois panels identiques de 13 échantillons contenant entre 0 et 500 fg d’ARNr de CT, de 0 à 25 000 fg d’ARNr de GC ARNr, ou des combinaisons d’ARNr de CT et de GC. Les tests ont été effectués pendant trois jours en utilisant un lot de kit différent chaque jour. Les statistiques descriptives de l’ensemble des RLU, de l’intra-série, d’une série à l’autre et d’un site à l’autre sont résumées dans le Tableau 14a. Pour l’étude de précision suivante, la reproductibilité a été établie avec un panel de 12 membres généré en enrichissant la solution PreservCyt de 0 à 2 000 fg/test de CT et de 0 à 5 000 fg/test d’ARNr de GC, et en aliquotant 1,0 mL dans le tube de prélèvement du kit de transfert d’échantillons Aptima. Deux (2) utilisateurs dans chacun des trois sites ont effectué une série par jour pendant trois jours, soit un total de trois séries valides par utilisateur. Les tests ont été effectués en utilisant un lot de kit de test. Les résultats de cette étude de précision sont résumés dans le Tableau 14b. Dans les deux études, la reproductibilité a été établie en enrichissant le milieu de transport (STM, solution PreservCyt) avec ARNr. La reproductibilité lors des tests d’échantillons collectés à l’aide d’un écouvillon, d’urine, ou de frottis en milieu liquide PreservCyt contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée. Test Aptima Combo 2 68 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ DTS Systems Performance clinique Tableau 14a : Milieu de transport des écouvillons Intra-série D’une série à l’autre D’un site à l’autre CV (%) SD (RLU) CV (%) SD (RLU) CV (%) 7,3 83 711 7,9 150 332 14,2 93 449 4,0 90 317 3,9 142 898 6,1 2 281 91 487 4,0 106 715 4,7 152 747 6,7 54 1 265 30 561 2,4 55 642 4,4 34 413 2,7 54 1 001 69 831 7,0 77 701 7,8 159 774 16,0 Double écouvillon* 54 2 241 152 377 6,8 58 353 2,6 139 983 6,2 Écouvillon GC 54 1 249 35 142 2,8 60 638 4,9 46 364 3,7 Écouvillon CT 54 1 013 61 795 6,1 90 906 9,0 131 207 13,0 Double écouvillon* 54 2 085 286 034 13,7 161 764 7,8 58 837 2,8 4,9 N Moyenne RLU (x1 000) SD (RLU) Écouvillon CT 54 1 055 76 588 Double écouvillon* 54 2 338 Double urine* 54 Écouvillon GC Écouvillon CT Membre du panel Élevé Moy. Faible Double urine* 54 2 201 95 705 4,3 118 760 5,4 106 802 Écouvillon GC 54 1 177 42 478 3,6 69 821 5,9 29 836 2,5 Écouvillon 54 7 1 301 18,3 2 311 32,5 1 901 26,8 Urine 54 7 861 12,0 2 299 32,1 1 994 27,9 Négatif SD = écart-type, CV (%) = pourcentage du coefficient de variation, RLU = unité relative de lumière. *Les membres du panel doublement positifs contenaient de l’ARNr de CT et de GC. Tableau 14b : Solution PreservCyt Concentration (fg/test) N Concordan ce Moyenne RLU (x1 000) CT GC 0 0 162 97,5 % 9,7 D’une série à l’autre Intra-série D’un site à l’autre D’un utilisateur à l’autre SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) 31,6 S.O. 3,4 S.O. 6,4 S.O. 4,7 S.O. 0,0 0 5 000 54 96,3 % 1 296 146 11,3 54,8 4,2 0,0 0,0 0,0 2 000 0 54 100 % 1140 54,1 4,7 79,8 7,0 101 8,9 2,4 0,2 2 000 5 000 54 100 % 2 345 79,6 3,4 78,0 3,3 94,7 4,0 37,9 1,6 0 250 54 100 % 953 114 12,0 0,0 0,0 161 16,9 90,7 9,5 5 0 54 100 % 971 58,3 6,0 71,7 7,4 22,8 2,4 85,0 8,8 1 000 2 500 54 100 % 2 294 114 5,0 88,9 3,9 153 6,7 0,0 0,0 100 250 54 98,1 % 1 911 139 7,3 130 6,8 348 18,2 39,7 2,1 5 5 000 54 100 % 2 136 113 5,3 130 6,1 98,8 4,6 166 7,8 2 000 250 54 96,3 % 2 044 138 6,7 169 8,3 360 17,6 26,9 1,3 RLU = unité relative de lumière, SD = écart type, CV = coefficient de variation, S.O. représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour les membres de panel négatifs. Les échantillons offrant des résultats discordants ou équivoques ont été inclus dans l’analyse de variabilité du signal. Pour les valeurs CV et SD équivalant à 0,0, la variabilité due à cette source est très faible comparativement aux autres sources de variation. Test Aptima Combo 2 69 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique des DTS Systems Performance analytique des DTS Systems Consulter Voir Performance analytique du Tigris DTS System après le chapitre Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System pour connaître le rendement analytique spécifique au Tigris DTS System. Consulter Performance analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique spécifique au Panther System. Sensibilité analytique La sensibilité analytique (seuils de détection) à Chlamydia trachomatis a été déterminée en comparant directement les dilutions des organismes CT dans la culture cellulaire et avec le test. La sensibilité analytique revendiquée pour le test est d’une IFU (unité de formation des inclusions) par test (7,25 IFU/écouvillon, 5,0 IFU/mL d’urine et 9,75 IFU/mL d’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt) pour l’ensemble des 15 sérotypes CT (A, B, Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et L3). Toutefois, les dilutions inférieures à 1,0 IFU/test de l’ensemble des sérotypes ont donné des résultats positifs avec le test Aptima Combo 2. La sensibilité analytique à Neisseria gonorrhoeae a été déterminée en comparant directement les dilutions de 57 isolats cliniques différents dans la culture cellulaire et avec le test Aptima Combo 2 pour des échantillons sur écouvillon et d’urine et pour 20 isolats cliniques avec des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. La sensibilité analytique revendiquée pour le test est de 50 cellules/test (362 cellules/écouvillon, 250 cellules/mL d’urine et 488 cellules/mL d’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt). Toutefois, toutes les souches ont donné des résultats positifs avec moins de 50 cellules/test. Spécificité analytique Au total, 198 organismes ont été évalués à l’aide du test Aptima Combo 2 dans le cadre de deux études. Une étude initiale incluait 154 isolats de culture qui comprenaient 86 organismes pouvant être isolés du tractus urogénital et 68 organismes supplémentaires représentant un échantillon phylogénétique d’organismes représentatif. Une autre étude menée sur des échantillons extragénitaux incluait 44 microbes potentiellement présents dans les écouvillons extragénitaux. Les organismes testés comprenaient des bactéries, des champignons, des levures, des parasites et des virus. Lors de l’étude initiale, tous les organismes, à l’exception de C. psittaci, C. pneumoniae et des virus, ont été testés à 1,0 x 106 cellules/test à la fois dans le milieu de transport de l’écouvillon et dans celui de l’urine. Les organismes Chlamydia et Neisseria ont été testés dans le milieu PreservCyt. C. psittaci et C. pneumoniae ont été testés à 1,0 x 105 IFU/test. Les virus ont été analysés de la manière suivante : (a) virus herpès simplex I et II : 2,5 x 104 TCID50/test, (b) papillomavirus humain 16 : 2,9 x 106 copies de ADN/test et (c) cytomégalovirus : 4,8 x 105 cellules cultivées infectées/test. Lors de la seconde étude, tous les organismes ont été testés dans les STM. Tous les isolats non viraux ont été testés à 1,0 x 106 CFU/mL, à l’exception de Bacteriodes oralis, Fusobacterium necrophorum et Peptostreptococcus micros qui ont été testés à 1,0 x 106 copies de ARN/mL. Les virus ont été testés à 1,0 x 105 TCID50/mL à l’exception du groupe II de norovirus : 1,0 x 106 TCID50/mL, de l’entérovirus de type 68 : 1,0 x 104 TCID50/mL et des virus grippaux qui ont été testés à 2,0 x 103 TCID50/mL. Seuls les échantillons CT et GC ont donné des résultats positifs avec le test Aptima Combo 2. La liste des organismes testés dans la première étude est indiquée au Tableau 15 et celle des organismes testés dans la seconde étude est indiquée au Tableau 16. Test Aptima Combo 2 70 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique des DTS Systems Tableau 15 : Spécificité analytique Organisme Organisme Achromobacter xerosis Escherichia coli Organisme Neisseria mucosa (3) Acinetobacter calcoaceticus Flavobacterium meningosepticum Neisseria sicca (3) Acinetobacter Iwoffii Fusobacterium nucleatum Neisseria subflava (14) Actinomyces israelii Gardnerella vaginalis Neisseria perflava Actinomyces pyogenes Gemella haemolysans Neisseria polysaccharea Aerococcus viridans Haemophilus ducreyi Paracoccus denitrificans Aeromonas hydrophila Haemophilus influenzae Peptostreptococcus anaerobius Agrobacterium radiobacter Herpes simplex virus I Peptostreptococcus productus Alcaligenes faecalis Herpes simplex virus II Plesiomonas shigelloides Bacillus subtilis Papillomavirus humain 16 Propionibacterium acnes Bacteriodes fragilis Kingella dentrificans Proteus mirabilis Bacteriodes ureolyticus Kingella kingae Proteus vulgaris Bifidobacterium adolescentis Klebsiella oxytoca Providencia stuartii Bifidobacterium brevi Klebsiella pneumoniae Pseudomonas aeruginosa Branhamella catarrhalis Lactobacillus acidophilus Pseudomonas fluorescens Brevibacterium linens Lactobacillus brevis Pseudomonas putida Campylobacter jejuni Lactobacillus jensonii Rahnella aquatilis Candida albicans Lactobacillus lactis Rhodospirillum rubrum Candida glabrata Legionella pneumophila (2) Saccharomyces cerevisiae Candida parapsilosis Leuconostoc paramensenteroides Salmonella minnesota Candida tropicalis Listeria monocytogenes Salmonella typhimurium Chlamydia pneumoniae Micrococcus luteus Serratia marcescens Chlamydia psittaci (2) Moraxella lacunata Staphylococcus saprophyticus Chromobacterium violaceum Moraxella osloensis Staphylococcus aureus Citrobacter freundii Morganella morganii Staphylococcus epidermidis Clostridium perfringens Mycobacterium smegmatis Streptococcus agalactiae Corynebacterium genitalium Mycoplasma genitalium Streptococcus bovis Corynebacterium xerosis Mycoplasma hominis Streptococcus mitis Cryptococcus neoformans N. meningitidis Serogroup A Streptococcus mutans Cytomégalovirus N. meningitidis Serogroup B Streptococcus pneumoniae Deinococcus radiodurans N. meningitidis Serogroup C (4) Streptococcus pyogenes Derxia gummosa N. meningitidis Serogroup D Streptococcus salivarius Eikenella corrodens N. meningitidis Serogroup Y Streptococcus sanguis Enterobacter aerogenes N. meningitidis Serogroup W135 Streptomyces griseinus Enterobacter cloacae Neisseria cinerea (4) Trichomonas vaginalis Entercoccus avium Neisseria dentrificans Ureaplasma urealyticum Entercoccus faecalis Neisseria elongata (3) Vibrio parahaemolyticus Entercoccus faecium Neisseria flava Yersinia enterocolitica Erwinia herbicola Neisseria flavescens (2) Erysipelothrix rhusiopathiae Neisseria lactamica (9) « (n) » représente le nombre de souches testées. Tous les organismes testés ont produit un résultat négatif dans le test Aptima Combo 2 basé sur le type de profil cinétique et les RLU. Test Aptima Combo 2 71 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique des DTS Systems Tableau 16 : Micro-organismes ayant une réactivité croisée dans les échantillons pharyngés et rectaux Organisme Organisme Organisme Adénovirus Eggerthella lenta Métapneumovirus Anaercoccus spp. Entamoeba histolytica Moraxella catarrhalis Arcanobacterium haemolyticum Entérovirus Mycoplasma pneumoniae Bacteroides oralis Virus Epstein-Barr Norovirus Bordetella parapertussis Fusobacterium necrophorum Peptostreptococcus micros Bordetella pertussis Giardia lamblia Prevotella spp. Burkholderia cepacia Haemophilus parahaemolyticus Virus respiratoire syncytial Campylobacter rectus Haemophilus parainfluenzae Rhinovirus Citrobacter koseri Helicobacter pylori Shigella dysenteriae Shigella flexneri Clostridium difficile Virus de l’hépatite B Coronavirus Virus de l’hépatite C Shigella sonnei Corynebacterium diphtheriae Virus de la grippe humaine A Stenotrophomonas maltophilia Corynebacterium pseudodiphtheriticum Virus de la grippe humaine B Streptococcus anginosus group Virus Coxsackie Legionella jordanis Veillonella parvula Échovirus Legionella micdadei Substances interférentes Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement dans des échantillons collectés à l’aide d’un écouvillon et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt : sang 10 %, gel contraceptif, spermicide, hydratant, anesthésiant hémorroïdal, huile corporelle, poudre, crème anti-fongique, lubrifiants vaginaux, vaporisateur intime et leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL). Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement dans des échantillons d’urine : sang 30 %, analytes d’urine, protéines, glucose, cétones, bilirubine, nitrates, urobilinogène, pH 4 (acide), pH 9 (alcalin), leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL), débris cellulaires, vitamines, minéraux, acétaminophène, aspirine et ibuprofène. Toutes ces substances ont été testées pour une interférence éventuelle au test en l’absence et en présence de CT et GC pour une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1,0 IFU de CT/test (5 fg/test) et 50 cellules de GC/test (250 fg/test). Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque organisme. Aucune interférence n’a été relevée avec l’ensemble des substances testées. Aucun inhibiteur d’amplification n’a été observé avec le test Aptima Combo 2. Récupération Escherichia coli et Gardnerella vaginalis (2,4 x 105 cellules/test) et Lactobacillus acidophilus, Gardnerella vaginalis, Bacteroides ureolyticus et Staphylococcus epidermis (1,0 x 108 cellules/test) ont été ajoutés aux échantillons contenant l’équivalent en ARNr d’environ 1,0 IFU (5 fg) de CT et 50 cellules de GC (250 fg). Ces ajouts n’ont pas interféré avec l’amplification ou la détection de l’ARNr de CT ou de GC en utilisant le test Aptima Combo 2. Études de la stabilité des échantillons A. Échantillons endocervicaux sur écouvillon Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation recommandées pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon ont été générées avec des échantillons sur écouvillon négatifs groupés. Cinq échantillons groupés ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et 100 CFU par réaction. Les échantillons ensemencés ont été conservés à 4 °C et à 30 °C. Test Aptima Combo 2 72 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique des DTS Systems Les échantillons ont été testés en duplicata aux jours 0, 20, 35, 60 et 90. Toutes les conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les durées et toutes les températures. B. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation recommandées pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été générées à partir d’échantillons négatifs groupés de frottis en milieu liquide PreservCyt. Quatre échantillons groupés ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et 100 CFU par réaction. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été placés à 30 °C pendant 7 jours, puis 1,0 mL de l’échantillon a été ajouté à un tube de transfert Aptima. Les échantillons ensemencés ont été maintenus à 4 °C, à 10 °C et à 30 °C. Les échantillons conservés à 4 °C et à 10 °C ont été testés en double aux jours 0, 6, 13, 26, 30 et 36. Les échantillons conservés à 30 °C ont été testés en double aux jours 0, 5, 8, 14 et 17. Toutes les conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les durées et toutes les températures. C. Échantillons vaginaux sur écouvillon Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation recommandées pour les échantillons sur écouvillon vaginaux ont été générées avec des échantillons sur écouvillon négatifs groupés. Quinze groupes d’échantillons vaginaux ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 1,0 IFU et 50 CFU par réaction. Les échantillons ensemencés ont été conservés à 4 °C et à 30 °C. Les échantillons ont été testés en utilisant une aliquote aux jours 0, 20, 36, 72 et 114. Toutes les conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les durées et toutes les températures. D. Échantillons d’urine Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation recommandées pour les échantillons d’urine ont été générées avec 10 échantillons d’urine féminins et 10 échantillons d’urine masculins négatifs. Les échantillons d’urine ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et 100 CFU par réaction. Les deux jeux d’échantillons d’urine ensemencés ont été maintenus à 4 °C et 30 °C pendant 24 heures avant d’être ajoutés au milieu de transport d’urine (UTM). Ensuite, les deux séries d’échantillons dans l’UTM ont été maintenues entre 4 °C et 30 °C et testées en triple aux jours 1, 5, 20 et 35. Tous les échantillons répondaient aux critères d’acceptation pré-spécifiés pour le CT et le GC au jour 35. E. Étude de stabilité supplémentaire des échantillons congelés (à –20 °C) Les conditions de conservation congelée recommandées pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux sur écouvillon et vaginaux sur écouvillon, d’urine féminins et masculins et de frottis en milieu liquide PreservCyt dans le milieu de transport sont une température comprise entre –20 °C et –70 °C jusqu’à 12 mois maximum après la collecte. Les données de validation ont été obtenues à l’aide de 90 échantillons pour chaque type d’échantillon ayant produit un résultat négatif. Parmi ces échantillons, 30 ont été enrichis avec CT et GC à un taux de 1,0 IFU et 50 CFU par réaction, respectivement, 30 ont été enrichis avec CT et GC à un taux de 0,1 IFU et 5 CFU par réaction, respectivement, et 30 n’ont pas été enrichis. Les échantillons dans le milieu de transport ont été congelés dans les sept jours suivant la collecte et testés aux jours 200 et 400. Les échantillons ont satisfait les critères d’acceptation, à savoir une concordance supérieure à 95 % avec les résultats attendus. Test Aptima Combo 2 73 502487FC Rév. 005 Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Aptima Combo 2™ Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Concordance avec le Tigris DTS System La concordance entre les résultats du test Aptima Combo 2 générés par le Tigris DTS System entièrement automatique et les DTS Systems semi-automatiques a été évaluée en testant les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon, d’urine masculins et féminins, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt. Chacun des échantillons cliniques a été testé individuellement avec le test Aptima Combo 2 sur le Tigris DTS System et les DTS Systems chez Hologic. Étude de la concordance des échantillons cliniques — Échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, échantillons d’urine masculins et féminins Des sujets masculins et féminins se rendant dans des cliniques pour ITS, des centres de soins d’urgence, des dispensaires, et des centres de planification familiale ont été inscrits dans sept sites cliniques géographiquement répartis avec des taux de prévalence variant de faible à élevé pour CT et GC. L’étude de la concordance des échantillons cliniques a évalué la concordance des deux systèmes en utilisant des échantillons sur écouvillon et d’urine de 485 sujets masculins et 576 sujets féminins. Sur les 1 991 échantillons testés, un faible pourcentage a donné initialement des résultats invalides ou équivoques pour CT ou GC sur le Tigris DTS System (20, 1,0 %) et sur les DTS Systems (14, 0,7 %). Lors de la répétition des tests, deux (2) échantillons cliniques ont donné des résultats GC équivoques sur le Tigris DTS System et n’ont pas été inclus dans les calculs d’équivalence. Le pourcentage de concordance globale ainsi que les pourcentages de concordances positifs et négatifs ont été calculés. Les échantillons donnant des résultats discordants entre les DTS Systems et le Tigris DTS System ont été testés avec les tests d’amplification de la TMA de remplacement pour CT et GC, qui sont des tests d’amplification de l’acide nucléique (TAAN) ciblant des séquences d’ARNr de CT ou de GC différentes de celles ciblées avec le test Aptima Combo 2. La répétition du test Aptima Combo 2 sur les systèmes été également effectuée sur des échantillons donnant des résultats discordants sur le Tigris DTS System et les DTS Systems. Les Tableaux 17 et 18 donnent les concordances en pourcentage de l’ensemble pour tous les résultats de test mis en correspondance obtenus respectivement sur le Tigris DTS System et les DTS Systems pour les échantillons sur écouvillon et d’urine. La concordance globale était de 98,3 % pour les échantillons sur écouvillon et de 99,2 % pour les échantillons d’urine. Consulter les Tableaux 5a et 9a pour les estimations de la performance du test Aptima Combo 2 avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine féminins et masculins testés sur les DTS Systems. Les estimations de la performance clinique du Tigris DTS System avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon ainsi que des échantillons d’urine masculins et féminins devraient être similaires compte tenu de la concordance des résultats. Étude de la concordance des échantillons cliniques — Échantillons vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt Des sujets féminins se rendant dans des centres pour ITS, des dispensaires, et des cliniques d’obstétrique/gynécologie ont fourni des échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les échantillons vaginaux sur écouvillon ont été transférés directement chez Hologic pour être testés alors que les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été traités dans 2 laboratoires de cytopathologie avant leur transfert. Chez Hologic, les échantillons vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt ont d’abord été analysés avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems. Les échantillons ayant des résultats définitifs invalides ou équivoques sur les DTS Test Aptima Combo 2 74 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Systems n’ont pas été retenus pour des tests supplémentaires sur le Tigris DTS System. Les échantillons positifs avec le test Aptima Combo 2 et un sous-ensemble d’échantillons négatifs avec le test Aptima Combo 2 ont été sélectionnés pour des tests comparatifs sur le Tigris DTS System. Cent soixante-dix (170) échantillons vaginaux sur écouvillon et 170 échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt provenant de 181 sujets féminins ont été testés sur les deux systèmes. La majorité des échantillons (110 échantillons vaginaux sur écouvillon et 107 échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt) sélectionnés pour des tests comparatifs provenaient de femmes symptomatiques. Dix-sept (17) listes de travail ont été amorcées : 13 (76,5 %) étaient valides et 4 (23,5 %) ont été invalidées en raison d’un bruit de fond élevé détecté au luminomètre de l’appareil. L’appareil présentait des raccords Detect 1 et 2 lâches qui ont pu laisser l’air pénétrer dans les tubulures ou des quantités incorrectes de réactifs de détection s’injecter. Ces listes de travail se sont avérées valides lorsque le test a été répété. Sur les 340 échantillons testés, aucun n’a donné de résultats de test invalides ou équivoques sur le Tigris DTS System. Les Tableaux 19 et 20 donnent le pourcentage de concordance globale concernant la détection de CT et de GC pour tous les résultats de test mis en correspondance obtenus sur le Tigris DTS System et les DTS Systems pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les concordances globales étaient de 98,2 % pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 98,2 % pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Consulter les Tableaux 5b,5c, 9b, et 9c pour les estimations de la performance du test Aptima Combo 2 pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt testés sur les DTS Systems. Les estimations de la performance clinique pour le Tigris DTS System avec des échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt devraient normalement être similaires compte tenu des résultats de la concordance. Étude de la concordance du panel clinique CT/GC — Échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, échantillons d’urine masculins et féminins L’étude de concordance du panel clinique CT/GC a évalué l’équivalence entre les deux systèmes en utilisant 13 panels cliniques CT/GC préparés par Hologic et contenant de 0 à 2 500 unités de formation des inclusions (IFU)/mL de CT et/ou de 0 à 125 000 unités formatrices de colonie (CFU)/mL de GC. Les panels cliniques CT/GC ont été créés à partir d’échantillons sur écouvillon et d’urine collectés auprès de 222 sujets masculins et de 117 sujets féminins qui avaient été jugés non infectés en se basant sur les résultats du test Aptima Combo 2 pour les échantillons sur écouvillon et d’urine négatifs avec les DTS Systems. Chacun des 13 panels CT/GC se composait de 5 réplicats de chaque type d’échantillon (écouvillon endocervical, écouvillon urétral masculin, échantillon d’urine féminin, échantillon d’urine masculin) pour un total de 20 réplicats par panel. Le Tableau 21 donne le pourcentage de concordance avec les résultats CT et GC prévus pour le Tigris DTS System et pour les DTS Systems pour chacun des 13 panels CT/GC. Les concentrations s’échelonnaient de dix fois en dessous à 1 000 fois au-dessus des limites analytiques du test Aptima Combo 2 revendiquées pour 1 IFU/test pour CT et 50 CFU/test pour GC. Le Tableau 21 indique également le pourcentage de concordance globale (99,3 %) entre les résultats du panel CT/GC avec le Tigris DTS System et les DTS Systems. Les concordances positives et négatives sont indiquées dans les Tableaux 22 et 23 pour les résultats des panels CT et GC. Pour les panels d’écouvillons et d’urine, les concordances positives étaient respectivement de 100 % et de 96,2 % pour CT, et toutes deux de 100 % pour GC. Les concordances négatives pour les écouvillons et l’urine étaient respectivement de 100 % et de 98,0 % pour CT, et toutes deux de 100 % pour GC. Trois des 5 réplicats des panels d’urine féminins, qui se situaient un log en dessous de la sensibilité analytique revendiquée de 1 IFU/test pour CT avec le test Aptima Combo 2, ont donné des résultats CT sur le Tigris System. L’un des 5 réplicats du panel d’urine féminin provenant d’un panel distinct était CT sur les DTS Systems. Test Aptima Combo 2 75 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Tableau 17 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon1 Tigris DTS System DTS Systems Total CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ CT-/GC- CT+/GC+ 30 0 0 0 30 CT+/GC- 0 108 0 2 5 110 CT-/GC+ 12 0 67 0 68 CT-/GC- 0 12 Total 31 Pourcentage de concordance (IC à 95 %) 96,8 % (83,3–99,9) 4 796 810 120 69 798 1 018 90,0 % (83,2–94,7) 97,1 % (89,9–99,6) 99,7 % (99,1–100) s.o. 2 3 Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,3 % (97,3–99,0) + dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = non applicable, IC = intervalle de confiance. 1 Données non présentées : les résultats de deux échantillons étaient équivoques pour CT-/GC aussi bien sur le Tigris DTS System que les DTS Systems. Un échantillon a donné un résultat CT-/GC- sur le Tigris DTS System, mais un résultat CT-/GC équivoque sur les DTS Systems. Lors d’un second test avec le test Aptima Combo 2 sur DTS Systems, cet échantillon a donné un résultat CT-/GC-. L’échantillon a également donné un résultat GC- dans un test d’amplification TMA de remplacement. 2 1/1 était CT+/GC+ lors du second test sur les DTS Systems et CT+ lors du test d’amplification TMA de remplacement. 3 11 échantillons sur 12 ont été analysés à nouveau. 11/11 étaient CT-/GC- lorsqu’ils ont été testés à nouveau avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems. 9/11 étaient CT- lors du test avec le test d’amplification TMA de remplacement et 2/11 étaient CT+. 4 2/2 étaient CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et GC- lors du test d’amplification TMA de remplacement. 5 2/2 étaient CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT- lors du test d’amplification TMA de remplacement. Tableau 18 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons d’urine masculins et féminins Tigris DTS System DTS Systems CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ CT-/GC- Total CT+/GC+ 32 0 0 0 32 CT+/GC- 0 100 0 13 101 CT-/GC+ 0 0 52 0 52 CT-/GC- 0 81 12 776 785 Total 32 108 53 777 970 Pourcentage de concordance (IC à 95 %) 100 % (89,1–100) 92,6 % (85,9–96,7) 98,1 % (89,9–100) 99,9 % (99,3–100) s.o. Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 99,2 % (98,1–99,5) + dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = non applicable, IC = intervalle de confiance. 1 7/8 étaient CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT- lors du test d’amplification TMA de remplacement. 1/8 était CT+/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT+ lors du test d’amplification TMA de remplacement. 2 1/1 était CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et GC- lors du test d’amplification TMA de remplacement. 3 1/1 était CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT+ lors du test d’amplification TMA de remplacement. Test Aptima Combo 2 76 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Tableau 19 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons vaginaux sur écouvillon Tigris DTS System DTS Systems Total CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ CT-/GC- CT+/GC+ 26 0 0 0 26 CT+/GC- 0 44 0 2 46 CT-/GC+ 0 0 24 0 24 CT-/GC- 0 0 1 73 74 Total 26 44 25 75 170 Pourcentage de concordance (IC à 95 %) 100 % (86,8–100) 100 % (92,0–100) 96,0 % (79,6–99,9) 97,3 % (90,7–99,7) s.o. Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,2 % (94,9–99,6) + dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = non applicable, IC = intervalle de confiance. Tableau 20 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt Tigris DTS System DTS Systems CT+/GC+ CT+/GC- CT-/GC+ CT-/GC- Total CT+/GC+ 26 0 0 0 26 CT+/GC- 0 44 0 1 45 CT-/GC+ 0 0 24 0 24 CT-/GC- 0 1 1 73 75 Total 26 45 25 74 170 Pourcentage de concordance (IC à 95 %) 100 % (86,8–100) 97,8 % (88,2–99,9) 96,0 % (79,6–99,9) 98,6 % (92,7–100) s.o. Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,2 % (94,9–99,6) + dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = non applicable, IC = intervalle de confiance. Test Aptima Combo 2 77 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Tableau 21 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : concordance avec les résultats CT et GC prévus pour les panels des écouvillons endocervicaux, des écouvillons urétraux masculins et des échantillons d’urine masculins et féminins Concentration des échantillons du panel1 Membre du panel CT/GC CT IFU/mL GC CFU/mL Faible/Faible 2,5 125 CT Réplicats GC Tigris %Concord. DTS %Concord. Tigris %Concord. DTS %Concord. 20 100 100 100 100 Faible/Élevée 2,5 125 000 20 100 95 100 100 Élevée/Faible 2 500 125 20 100 100 100 100 Élevée/Élevée 2 500 125 000 20 100 100 100 100 Très faible/Nég. 0,252 0 20 854 100 100 100 Faible/Nég. 2,5 0 20 100 100 100 100 Moyen/Nég. 25 0 20 100 100 100 100 Élevée/Nég. 2 500 0 20 100 100 100 100 Nég./Très faible 0 12,5 20 100 100 100 100 Nég./Faible 0 125 20 100 100 100 100 Nég./Moyen 0 1 250 19 100 100 100 100 Nég./Élevée 0 125 000 20 100 100 100 100 0 0 20 100 100 100 100 Nég./Nég. 3 Pourcentage de concordance globale entre Tigris et DTS (IC à 95 %) : 99,3 % (98,3–99,8) IFU = unités de formation des inclusions, CFU = unités de formation de colonies, IC = intervalle de confiance, Tigris %Concord. = concordance entre le Tigris System et les résultats attendus, DTS %Concord. = concordance entre le DTS System et les résultats attendus. 1 Un tube de prélèvement contient environ 2,9 mL de milieu de transport pour les échantillons sur écouvillon et 4,0 mL de milieu de transport/mélange pour urine pour les échantillons d’urine. 2 La concentration de CT dans ce membre du panel clinique CT/GC se situe un log en dessous de la sensibilité analytique revendiquée pour le test Aptima Combo 2 qui est de 1 IFU/test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine). 3 Un des 5 panels d’urine de sujets féminins était CT- sur les DTS Systems. 4 Trois des 5 réplicats du panel d’urine féminine étaient CT- sur le Tigris DTS System. Tableau 22 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : résultats CT pour les panels endocervicaux, urétraux sur écouvillon masculins et d’urine masculins et féminins Échantillon N DTS+ Tigris+ n DTS+ Tigrisn DTSTigris+ n DTSTigrisn Écouvillon 129 80 0 0 49 100 (95,5–100) 100 (92,7–100) Urine 130 76 3 1 50 96,2 (89,3–99,2) 98,0 (89,6–100) 1 2 Concordance positive Concordance négative (IC à 95 %) (IC à 95 %) + dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, IC = Intervalle de confiance. 1 Trois des 5 réplicats des panels d’urine féminins, qui se situaient un log en dessous de la sensibilité analytique revendiquée de 1IFU/test pour CT avec le test Aptima Combo 2, ont donné des résultats CT- sur le Tigris DTS System. 2 Un des 5 panels d’urine de sujets féminins était CT- sur les DTS Systems. Tableau 23 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : résultats GC pour les panels endocervicaux, urétraux sur écouvillon masculins et d’urine masculins et féminins Échantillon N DTS+ Tigris+ n DTS+ Tigrisn DTSTigris+ n DTSTigrisn Écouvillon 129 79 0 0 50 100 (95,4–100) 100 (92,9–100) Urine 130 80 0 0 50 100 (95,5–100) 100 (92,9–100) Concordance positive Concordance négative (IC à 95 %) (IC à 95 %) + dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, IC = Intervalle de confiance, Tigris = Tigris DTS. Test Aptima Combo 2 78 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System Étude de la précision La précision du Tigris DTS System (c.-à-d. la reproductibilité) a été évaluée chez Hologic et dans un site clinique externe. La précision du test Aptima Combo 2 a été évaluée sur trois Tigris Systems, dans deux sites d’étude, avec deux lots de kit de tests Aptima Combo 2 et par quatre utilisateurs. Le Tableau 24 présente les données de précision RLU en termes de moyenne, d’écart-type, de coefficient de variation (CV) et de pourcentage de concordance avec les résultats attendus des calculs de variabilité d’un site à l’autre, d’un utilisateur à l’autre, d’un lot à l’autre, d’une série à l’autre et intra-série. Au niveau du site externe, deux utilisateurs ont effectué trois listes de travail (c.-à-d., des séries) par lot de kit de tests Aptima Combo 2 sur un Tigris DTS System, effectuant au total 6 listes de travail chacun. Chez Hologic, deux utilisateurs ont effectué trois listes de travail par lot de kit de tests Aptima Combo 2 sur chacun des deux Tigris DTS Systems, effectuant au total 12 listes de travail chacun. Il y a donc eu au total 36 listes de travail effectuées. Chaque liste de travail se composait de six panels de précision identiques de 12 membres contenant de 0 à 2 000 fg/test d’ARNr de CT et/ou de 0 à 2 433 fg/test d’ARNr de GC. Chaque liste de travail se composait de six panels de précision identiques de 12 membres contenant de 0 à 2 000 fg/test d’ARNr de CT et/ou de 0 à 5 000 fg/test d’ARNr de GC. Les membres des panels contenant CT et GC ont été classés comme ayant des concentrations de CT faibles (5 ou 100 fg/test), moyennes (1 000 fg/test) ou élevées (≥ 2 000 fg/test) et ayant des concentrations de GC faibles (≤ 250 fg/test), moyenne (environ 2 400 fg/test) ou élevées (5 000 fg/test). La reproductibilité a été établie en enrichissant le STM avec de l’ARNr. La reproductibilité lors des tests d’échantillons sur écouvillon et urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée. La précision a été estimée conformément aux directives EP5-A du NCCLS (34). Tableau 24 : Données de précision pour le Tigris DTS System Conc. Intra-série Moyenne RLU % SD (RLU CV (x1 000) Concord. x1 000) (%) D’un site à l’autre SD (RLU x1 000) D’un lot à l’autre CV SD (RLU CV (%) x1 000) (%) CT GC N Nég. Nég. 647 4 100 1,25 26,2 0,66 13,9 0,05 1,0 D’un utilisateur à l’autre D’une série à l’autre SD (RLU x1 000) CV (%) SD (RLU x1 000) CV (%) 0,08 1,7 0,30 6,4 1,4 Nég. Élevé 215 1 216 100 28,5 2,3 61,2 5,0 10,0 0,8 0 0 17,1 Élevé Nég. 216 1 266 100 38,8 3,0 0 0 93,1 7,3 40,8 3,2 40,4 3,1 Élevé Élevé 210 2 445 100 54,2 2,2 40,0 1,6 110,3 4,5 28,4 1,1 52,3 2,1 Nég. Faible1 217 1 132 100 30,3 2,6 61,0 5,3 0 0,0 20,7 1,8 18,5 1,6 Faible1 Nég. 214 1 053 100 72,8 6,9 1,5 0,1 73,8 7,0 28,5 2,7 26,9 2,5 Moy. Moy. 214 2 429 100 48,8 2,0 40,0 1,6 101,1 4,1 0 0 52,9 2,1 Faible1 Faible1 216 2 112 99,5 112,3 5,3 84,1 3,9 33,2 1,5 34,2 1,6 52,9 2,5 1 Élevé 216 2 282 100 77,3 3,3 97,8 4,2 59,3 2,6 0 0 41,7 1,8 Élevé Faible1 215 2 318 100 61,1 2,6 50,7 2,1 86,2 3,7 4,6 0,2 42,4 1,8 Faible SD = écart-type, %CV = pourcentage du coefficient de variation, % Concord. = pourcentage de concordance, Conc = concentration. Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec l’écart-type et le %CV est fixée à zéro. Consulter les directives EP5-A approuvées par le NCCLS (34). 1 Des échantillons de panel à faible concentration ont été ensemencés aux seuils de sensibilité analytique revendiqués pour le test (5 fg d’ARNr de CT/test, 250 fg d’ARNr de GC/test, ou les deux pour l’échantillon doublement positif). Pour CT, le niveau cible testé équivaut approximativement à 36 fg/écouvillon et à 25 fg/mL d’urine. Pour GC, le niveau cible testé équivaut approximativement à 1 800 fg/écouvillon et à 1 250 fg/mL d’urine. En se basant sur la taille du génome et le rapport estimé ADN/ RNA par cellule pour chaque organisme, 5 fg équivaut à 1 IFU de CT et 250 fg équivaut à 50 cellules de GC. Test Aptima Combo 2 79 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique du Tigris DTS System Performance analytique du Tigris DTS System Consulter Performance analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique spécifique au Panther System. Étude de l’équivalence de la sensibilité analytique Les dilutions de trois sérotypes CT (E, F, G) associés aux infections de l’appareil génito-urinaire ont été testés sur les trois appareils du Tigris DTS System et parallèlement sur les DTS Systems. Les sérotypes CT ont été dilués dans le milieu de transport pour écouvillon et un groupe d’échantillons d’urine traités. Les concentrations variaient de 3 unités de formation des inclusions (IFU) par test à 0,1 IFU par test, soit un log en dessous de la sensibilité analytique revendiquée pour le test d’une IFU par test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine). La positivité en pourcentage entre le Tigris DTS System et les DTS Systems équivalait à un intervalle de confiance de 95 % pour les trois sérotypes jusqu’au taux de sensibilité analytique revendiqué. Les dilutions inférieures à ce taux ont aussi donné des résultats positifs sur les deux plateformes. Une sensibilité comparable a été démontrée à un seuil de détection d’une IFU par test entre le Tigris DTS et les DTS Systems. Un panel de sensibilité d’un groupe d’échantillons vaginaux et un panel de sensibilité d’un groupe d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement ont été préparés à une concentration de 5 fg d’ARNr de CT et 60 réplicats ont été testés sur le Tigris DTS System. Le pourcentage de positivité (IC à 95 %) avec le Tigris DTS System était de 100 % (95,1–100) pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 100 % (95,1–100) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement. Les dilutions de trois isolats cliniques de GC ont été testés sur le Tigris DTS System et en parallèle sur les DTS Systems. Les isolats de GC ont été dilués dans le milieu de transport pour écouvillon et un groupe d’échantillons d’urine traités. Les concentrations variaient de 150 cellules par test à 5 cellules par test, soit un log en dessous de la sensibilité analytique revendiquée pour le test de 50 cellules/test (362 cellules/écouvillon, 250 cellules/mL d’urine). La positivité en pourcentage entre le Tigris DTS System et les DTS Systems équivalait à un intervalle de confiance de 95 % pour les trois isolats jusqu’au taux de sensibilité analytique revendiqué. Les dilutions inférieures à ce taux ont aussi donné des résultats positifs sur les deux plateformes. Une sensibilité comparable a été démontrée à un seuil de détection de 50 cellules par test entre le Tigris DTS System et les DTS Systems sur l’ensemble. Un panel de sensibilité d’un groupe d’échantillons vaginaux et un panel de sensibilité d’un groupe d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement ont été préparés à une concentration de 250 fg d’ARNr de GC et 60 réplicats ont été testés sur le Tigris DTS System. Le pourcentage de positivité (IC à 95 %) avec le Tigris DTS System était de 100 % (95,1–100) pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 100 % (95,1–100) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement. Étude des panels cliniques enrichis avec de l’ARNr de CT/GC — Échantillons vaginaux sur écouvillon et échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt L’étude des panels cliniques enrichis avec de l’ARNr de CT/GC a évalué la concordance entre les deux systèmes en utilisant deux panels cliniques CT/GC préparés par Hologic et enrichis avec de 0 à 5 000 fg d’ARNr/test de CT et/ou de 0 à 250 000 fg d’ARNr/test de GC. Les panels cliniques CT/GC ont été créés à partir d’échantillons vaginaux sur écouvillon et d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt collectés sur 309 sujets féminins dont les échantillons avaient donné des résultats négatifs avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems lorsqu’ils ont été testés chez Hologic. Les échantillons négatifs ont été Test Aptima Combo 2 80 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique du Tigris DTS System groupés par type d’échantillon, ensemencés ou non ensemencés avec de l’ARNr de CT et/ou de GC et aliquotés comme réplicats de chaque échantillon du panel. Les réplicats de chacun des 13 échantillons du panel ensemencés avec des concentrations d’ARNr différentes ont été combinés pour créer un panel clinique pour chaque type de prélèvement. Chaque panel contenait un total de 132 réplicats. Un réplicat d’écouvillon vaginal provenant d’un échantillon de panel ayant une très faible concentration de CT (0,05 fg d’ARNr/test) a donné un résultat CT équivoque sur les DTS Systems. Le Tableau 25 indique la concordance en pourcentage de chaque taux d’ARNr dans les panels respectifs des écouvillons vaginaux et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, avec les résultats CT et GC attendus pour le Tigris DTS System et les DTS Systems. Les concentrations s’échelonnaient de 1 log en dessous à 3 log au-dessus des 5 fg d’ARNr/test pour CT et 250 fg d’ARNr/test pour GC. Le Tableau 25 indique également les concordances en pourcentage d’ensemble (99,2 % pour le panel des écouvillons vaginaux et 100 % pour le panel des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt). Tableau 25 : Étude de la concordance des panels cliniques de CT/GC enrichis avec de l’ARNr : concordance avec les résultats CT et GC prévus pour les panels des écouvillons vaginaux et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt Membre du panel CT/GC Faible/Faible Faible/Élevée Élevée/Faible Élevée/Élevée Concentration (fg d’ARNr/test) CT Très faible/Nég. 0,5 Faible/Nég. 5 Moyen/Nég. 50 Élevée/Nég. 5 000 Réplicats CT GC 10 10 10 10 Tigris DTS %Concord. %Concord. 100 100 100 100 100 100 100 100 Tigris DTS %Concord. %Concord. 100 100 100 100 100 100 100 100 GC 5 250 5 250 000 5 000 250 5 000 250 000 Panel des échantillons de frottis milieu liquide PreservCyt Panel des écouvillons vaginaux CT GC Tigris DTS Tigris DTS %Concord. %Concord. %Concord. %Concord. 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 0 0 0 0 10 10 10 10 100 100 100 100 88,91 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 Nég./Très faible Nég./Faible Nég./Moyen Nég./Élevée 0 0 0 0 25 250 2 500 250 000 10 10 10 10 Nég./Nég. 0 0 12 100 100 100 100 Pourcentage de concordance globale entre Tigris et DTS (IC à 95 %) : 99,2 % (95,8–100) 100 100 100 100 Pourcentage de concordance globale entre Tigris et DTS (IC à 95 %) : 100 % (97,2–100) DTS % Concord. = concordance entre les DTS Systems et les résultats attendus, IC = intervalle de confiance, Tigris % Concord. = concordance entre le Tigris DTS System et les résultats attendus. 1 1 réplicat sur 10 a donné un résultat CT équivoque sur les DTS Systems et a été exclu de cette analyse. 8/9 ont concordé avec les résultats attendus. 1/9 était CT- sur les DTS Systems. La concentration CT de ce membre du panel est 1 log en dessous de 5 fg d’ARNr/test. Étude de l’équivalence de la spécificité analytique Pour un test d’amplification de l’acide nucléique, la spécificité analytique concernant les organismes individuels est en grande partie déterminée par la chimie du test (par ex., séquences d’oligonucléotides) plutôt que par la plate-forme. Étant donné que les réactifs du test Aptima Combo 2 sont identiques entre le Tigris DTS System et les DTS Systems, les expérimentations de spécificité analytique sur le Tigris DTS System étaient destinées à porter sur les isolats de culture les plus complexes. Parmi ces organismes figuraient ceux qui sont connus pour avoir une réactivité croisée dans d’autres tests d’amplification. Vingt-quatre (24) isolats de culture ont été sélectionnés dans le panel d’organismes du Tableau 15, y compris 3 organismes qui sont très étroitement liés à CT et 17 organismes étroitement liés à GC. Tous les organismes testés ont donné des résultats négatifs sur le Tigris DTS System. Test Aptima Combo 2 81 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique du Tigris DTS System Étude de l’équivalence des substances interférentes Le sang, une substance que l’on trouve couramment dans les échantillons génito-urinaires, peut interférer avec certains tests d’amplification. Le sang total a été utilisé pour établir le degré d’interférence du sang sur le Tigris DTS System et l’équivalence entre le Tigris DTS System et les DTS Systems concernant ce potentiel d’interférence. Du sang frais a été ajouté aux groupes d’écouvillons cliniques, d’écouvillons vaginaux, d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt déjà traités et d’échantillons d’urine, puis testés pour toute interférence éventuelle avec le test en l’absence ou en présence de CT et GC cible. Une concentration d’ARNr estimée équivalente à une IFU de CT/test (5 fg/test) et à 50 cellules de GC/test (250 fg/test) a été utilisée étant donné qu’elle représente la sensibilité analytique du test. Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:ARN/cellule de chaque organisme. Les échantillons ont été testés sur deux Tigris DTS Systems. Tous les échantillons contenant de l’acide nucléique cible étaient positifs lorsqu’ils ont été testés à un taux de 10 % (vol/vol) de sang dans les échantillons sur écouvillon, les échantillons vaginaux sur écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement et 30 % (vol/vol) de sang dans les échantillons d’urine. Tous les échantillons qui ne contenaient pas la cible ont été correctement identifiés comme étant négatifs à CT et GC. Ces résultats sont identiques à ceux démontrés pour les DTS Systems lorsqu’ils sont enrichis avec les mêmes quantités de sang. Le sang ajouté aux écouvillons, aux écouvillons vaginaux, aux échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement et aux échantillons d’urine à des taux bien supérieurs à ce que l’on pourrait s’attendre avec une collecte d’échantillons normal, n’a pas interféré avec les résultats sur le Tigris DTS System. Études de la contamination de transfert pour le Tigris DTS System Afin d’établir que le Tigris DTS System minimise les risques de résultats faussement positifs liés à une contamination de transfert, une étude analytique de plusieurs jours a été réalisée à l’aide de panels ensemencés sur trois Tigris DTS Systems. L’étude a utilisé 20 % des échantillons avec une valeur cible élevée contenant 1,0 x 109 cellules/réaction, qui ont été aléatoirement répartis parmi les 80 % d’échantillons négatifs contenant le milieu de transport de l’écouvillon. Pendant la durée de l’étude, 1 372 échantillons avec une valeur cible élevée et 5 516 échantillons négatifs ont été testés sur les trois Tigris DTS Systems. Le taux de contamination de transfert global, résultats faussement positifs et équivoques compris, a été en moyenne de 0,3 % (18/5 491). Au total, 25 échantillons négatifs ont été signalés comme invalides et exclus des calculs. Une analyse distincte a été effectuée sur un sous-ensemble de la population de l’étude constitué des échantillons négatifs testés immédiatement à la suite des résultats positifs avec une valeur cible élevée. Le taux de contamination de transfert pour ce sous-ensemble de la population, résultats faussement positifs et équivoques compris, a été en moyenne de 1,1 % (12/1 097). Concernant les résultats faussement positifs de ce sous-ensemble, le taux de contamination de transfert a varié de 0 % à 1,1 % sur les trois Tigris DTS Systems. Concernant les résultats équivoques de ce sous-ensemble, le taux de contamination de transfert a varié de 0 % à 0,9 % sur les trois Tigris DTS Systems. Ces résultats indiquent que la contamination est minimisée sur le Tigris DTS System. Test Aptima Combo 2 82 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Valeur attendue pour le Panther System Prévalence La prévalence d’infections à CT et à GC dans les populations de patients dépend des facteurs de risque tels que l’âge, le sexe, la présence ou l’absence de symptômes, le type de clinique et la sensibilité du test de détection utilisé. Un résumé de la positivité de trois résultats d’infections à CT et à GC dans des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon, tels que déterminés par le test Aptima Combo 2, est indiqué dans le Tableau 26 pour l’étude clinique multicentrique par site clinique et pour l’ensemble. Tableau 26 : Prévalence des infections à CT et à GC telle que déterminée par le test Aptima Combo 2 dans des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon par site clinique Site 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Tous CT+/GC10,6 (15/141) 6,3 (14/223) 4,5 (16/357) 1,8 (2/110) 4,2 (14/332) 2,5 (10/395) 5,5 (16/290) 10,9 (40/366) 9,8 (34/348) 6,3 (161/2562) % de prévalence (nbre de positifs/nbre testés avec résultats valides) ER EP CT-/GC+ CT+/GC+ CT+/GCCT-/GC+ 6,4 2,1 2,8 9,8 (9/141) (3/141) (4/143) (14/143) 1,3 0,4 0,4 1,3 (3/223) (1/223) (1/225) (3/225) 4,5 3,4 0,8 5,5 (16/357) (12/357) (3/363) (20/363) 0,9 0,0 0,9 1,8 (1/110) (0/110) (1/112) (2/112) 3,6 2,4 1,5 4,5 (12/332) (8/332) (5/333) (15/333) 5,8 0,8 1,0 7,8 (23/395) (3/395) (4/398) (31/398) 5,5 3,4 1,7 9,7 (16/290) (10/290) (5/288) (28/288) 6,3 1,6 4,1 10,4 (23/366) (6/366) (15/367) (38/367) 12,9 4,6 1,7 17,2 (45/348) (16/348) (6/355) (61/355) 5,8 2,3 1,7 8,2 (148/2562) (59/2562) (44/2584) (212/2584) CT+/GC+ 0,0 (0/143) 0,0 (0/225) 0,3 (1/363) 0,0 (0/112) 0,6 (2/333) 0,3 (1/398) 0,3 (1/288) 0,3 (1/367) 0,8 (3/355) 0,3 (9/2584) ER = écouvillon rectal, EP = écouvillon pharyngé. Remarque : la prévalence des infections à CT et à GC a été estimée à partir d’échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon provenant de sujets symptomatiques et asymptomatiques. Performance clinique du Panther System pour les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon Une étude clinique, multicentrique et prospective a été menée pour établir les caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 sur le Panther System avec des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon. Les échantillons ont été prélevés auprès de patients symptomatiques et asymptomatiques de sexe masculin et féminin inscrits dans 9 sites cliniques géographiquement et ethniquement répartis aux États-Unis. Ils provenaient notamment de cliniques de dépistage et de prise en charge des ITS, de planification familiale, de santé pour étudiants et pour femmes, de prise en charge du VIH et d’établissements cliniques dédiés à la communauté LGBT. Les sujets ont été classés comme symptomatiques au site anatomique rectal et/ou pharyngé s’ils ont fait état de symptômes spécifiques au site anatomique. Parmi les 2 767 sujets inscrits, 8 n’ont pas participé à la visite de collecte et ne disposaient donc pas d’échantillons disponibles pour le test, 167 disposaient d’échantillons testés mais ont été exclus en raison de variations de Test Aptima Combo 2 83 502487FC Rév. 005 Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Aptima Combo 2™ température ayant compromis l’intégrité des échantillons et 1 ne disposait d’aucun échantillon testé par erreur. Sur les 2 591 sujets non exclus dont au moins un type d’échantillon a été testé, 181 étaient âgés de 18 à 20 ans, 565 de 21 à 25 ans et 1 845 avaient plus de 25 ans. Le clinicien a prélevé jusqu’à huit échantillons sur chaque sujet : 4 échantillons rectaux sur écouvillon et 4 échantillons pharyngés sur écouvillon, collectés de façon aléatoire. Les échantillons ont été traités à des fins d’analyses CT/GC avec le test Aptima Combo 2 et différents TAAN conformément aux instructions indiquées sur la notice du test correspondant au kit de collecte d’échantillons. Les résultats obtenus avec jusqu’à trois TAAN de référence – autorisés pour la détection d’infections urogénitales à CT/GC et validés pour être employés avec des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon – ont été utilisés pour établir l’état d’infection du site anatomique (ASIS, anatomic site infected status) à chaque site anatomique et pour chaque sujet. L’ASIS a été déterminé à partir des résultats des tests réalisés sur le même type d’échantillon. Les sujets ont été classés comme étant infectés en cas de résultat positif avec au moins deux TAAN de référence, et comme étant non infectés si au moins 2 des résultats de référence étaient négatifs; le troisième TAAN de référence (subsidiaire) était nécessaire uniquement en cas de discordance entre les 2 premiers résultats de référence (consulter les Tableaux 31, 32, 33 et 34 pour les algorithmes ASIS). Au total, 5 500 échantillons ont été analysés avec le test Aptima Combo 2 sur le Panther System, y compris ceux des 167 sujets dont les résultats ont été exclus en raison de variations de température. Les échantillons ont été répartis entre deux laboratoires externes. Les sites ont reçu pour instruction de refaire les tests sur les échantillons dont les résultats initiaux étaient invalides, équivoques ou incorrects. L’ensemble des échantillons à l’exception d’1 (5 499/5 500) ont finalement obtenu des résultats valides à l’issue des nouveaux tests exigés. Parmi les 2 591 sujets non exclus dont au moins un type d’échantillon a été testé, les échantillons suivants ont été exclus des analyses de performance : 6 échantillons pharyngés ont été exclus des évaluations de performance CT (4 non testés avec le test Aptima Combo 2 et 2 avec un ASIS invalide/indéterminé); 12 échantillons pharyngés ont été exclus des évaluations de performance GC (4 avec des résultats invalides ou non signalés pour le test Aptima Combo 2, 3 avec des résultats finaux équivoques au test Aptima Combo 2 et 5 avec un ASIS invalide/indéterminé); 29 échantillons rectaux ont été exclus des évaluations de performance CT (2 échantillons non collectés, 1 avec des résultats invalides au test Aptima Combo 2, 9 non testés avec le test Aptima Combo 2, 12 avec des résultats finaux équivoques au test Aptima Combo 2 et 5 avec un ASIS invalide/indéterminé); et 22 échantillons rectaux sur écouvillon ont été exclus des évaluations de performance GC (2 échantillons non collectés, 1 avec des résultats invalides au test Aptima Combo 2, 9 non testés avec le test Aptima Combo 2, 5 avec des résultats finaux équivoques au test Aptima Combo 2 et 5 avec un ASIS invalide/indéterminé). Test Aptima Combo 2 84 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Résultats de performance pour Chlamydia trachomatis Les Tableaux 27 et 28 indiquent les valeurs CPP, CPN et prédictives dans l’ensemble et par état des symptômes, respectivement, associées à la détection de CT selon l’ASIS dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon. Tableau 27 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de CT dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon CPP % ASIS+/ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+/ Prév. AC2+ AC2+ AC2- AC2% Type d’échantillon n ER 2 562 197 25 3 2 322 18 4 EP 2 585 45 85 2 526 66 CPN % 1 VPP % 1 VPN % 2 2 (IC à 95 %) (IC à 95 %) 8,4 91,6 (87,2–94,6) 98,9 (98,4–99,3) 88,7 (84,4–92,3) 99,2 (98,8–99,5) 2,0 88,2 (76,6–94,5) 99,7 (99,4–99,8) 84,9 (74,5–92,5) 99,8 (99,5–99,9) (IC à 95 %) (IC à 95 %) AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status), CI = intervalle de confiance, CPN = concordance prédictive négative, VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive, VPP = valeur prédictive positive, Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, EP = écouvillon pharyngé. 1 Score de l’IC 2 VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée à partir de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif. 3 14/25 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 4 12/18 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. 5 3/8 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 6 2/6 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. Tableau 28 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de CT par état des symptômes dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon Type État des d’échantillon symptômes ER EP Sym Asym Sym Asym n 190 2 372 306 2 279 ASIS+/ ASIS-/ ASIS- ASIS+/ Prév. AC2+ AC2+ /AC2- AC2% 23 174 9 36 2 3 164 1 CPP % CPN % 1 (IC à 95 %) (IC à 95 %) VPP % 1 VPN % 1 (IC à 95 %) (IC à 95 %)1 4 12,6 95,8 (79,8–99,3) 98,8 (95,7–99,7) 92,0 (77,0–98,8) 99,4 (97,0–100) 6 8,1 91,1 (86,2–94,4) 98,9 (98,4–99,3) 88,3 (83,6–92,1) 99,2 (98,8–99,5) 5 2 158 17 1 7 296 0 2,9 100 (70,1–100) 99,7 (98,1–99,9) 90,0 (61,9–99,7) 100 (99,0–100) 7 8 2 230 9 1,8 85,7 (72,2–93,3) 99,7 (99,4–99,8) 83,7 (71,9–92,4) 99,7 (99,5–99,9) 23 6 AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status), Asym = asymptomatique, IC = intervalle de confiance, CPN = concordance prédictive négative, VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive, VPP = valeur prédictive positive, Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, Sym = symptomatique, EP = écouvillon pharyngé. 1 Score de l’IC 2 VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée à partir de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif. 3 2/2 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 4 1/1 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. 5 12/23 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 6 11/17 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. 7 1/1 sujet présentait des résultats CT négatifs pour l’ensemble des TAAN de référence. 8 3/7 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 9 2/6 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. Test Aptima Combo 2 85 502487FC Rév. 005 Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Aptima Combo 2™ Résultats de performance pour Neisseria gonorrhoeae Les Tableaux 29 et 30 indiquent les valeurs CPP, CPN et prédictives dans l’ensemble et par état des symptômes, respectivement, associées à la détection de GC selon l’ASIS dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon. Tableau 29 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de GC dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon ASIS+/ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+/ Prév. AC2+ AC2+ AC2AC2% CPP % CPN % VPP % VPN % (IC à 95 %)1 (IC à 95 %)1 (IC à 95 %)2 (IC à 95 %)2 Type d’échantillon n ER 2 569 192 13 3 2 359 5 4 7,7 97,5 (94,2–98,9) 99,5 (99,1–99,7) 93,7 (89,8–96,4) 99,8 (99,5–99,9) EP 2 579 195 255 2 351 86 7,9 96,1 (92,4–98,0) 98,9 (98,5–99,3) 88,6 (84,2–92,2) 99,7 (99,3–99,9) AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status), IC = intervalle de confiance, CPN = concordance prédictive négative, VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive, VPP = valeur prédictive positive, Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, EP = écouvillon pharyngé. 1 Score de l’IC 2 VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée à partir de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif. 3 9/13 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 4 4/5 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. 5 11/25 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence. 6 6/8 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence. Tableau 30 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de GC par état des symptômes dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon Type État des d’échantillon symptômes ER EP Sym Asym Sym Asym n 192 2 377 303 2 276 ASIS+ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+ Prév. /AC2+ AC2+ AC2- /AC2- % 38 CPN % 1 (IC à 95 %) VPP % 1 VPN % 2 (IC à 95 %) (IC à 95 %) 154 0 19,8 100 (90,8–100) 100 (97,6–100) 100 (91,2–100) 100 (97,8–100) 154 13 2 205 5 4 6,7 96,9 (92,9–98,6) 99,4 (99,0–99,7) 92,2 (87,6–95,6) 99,8 (99,5–99,9) 39 5 262 0 12,9 100 (91,0–100) 99,2 (97,3–99,8) 95,1 (84,5–99,4) 100 (98,7–100) 2 089 7 7,2 95,1 (90,7–97,5) 98,9 (98,4–99,3) 87,2 (82,1–91,4) 99,6 (99,3–99,8) 2 23 6 8 AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status), Asym = asymptomatique, IC = intervalle de confiance, CPN = concordance prédictive négative, VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive, VPP = valeur prédictive positive, Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, Sym = symptomatique, EP = écouvillon pharyngé. 1 Score de l’IC 2 VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée à partir de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif. 3 9/13 sujets présentaient un résultat GC positif pour l’un des trois tests de référence. 4 4/5 sujets présentaient un résultat GC négatif pour l’un des trois tests de référence. 5 2/2 sujets présentaient un résultat GC positif pour l’un des trois tests de référence. 6 9/23 sujets présentaient un résultat GC positif pour l’un des trois tests de référence. 7 6/8 sujets présentaient un résultat GC négatif pour l’un des trois tests de référence. Test Aptima Combo 2 2 3 156 0 CPP % (IC à 95 %) 86 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Tableaux des états d’infection à Chlamydia trachomatis La fréquence des résultats du test pour les TAAN de référence et les essais expérimentaux avec le Panther System est résumée dans les Tableaux 31 et 32 pour CT, pour les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon, respectivement. Tableau 31 : État d’infection à CT pour l’évaluation de performance dans les échantillons rectaux sur écouvillon État d’infection Échantillons rectaux État des symptômes Échantillons rectaux Résultats du test TAAN1 TAAN 2 TAAN 3 Aptima Combo 2 Panther Infecté + + + + 0 3 Infecté + + + - 0 6 Infecté + + + = 0 3 Symptomatique Asymptomatique Infecté + + - = 0 1 Infecté + + S.O. + 21 148 Infecté + - + + 1 13 Infecté + - + - 0 7 Infecté + ND + + 0 2 Infecté - + + + 1 7 Infecté - + + - 1 4 Infecté - + + = 0 1 Infecté ND + + + 0 1 Non infecté + - - + 0 2 Non infecté + - - - 1 4 Non infecté - + - + 0 1 Non infecté - + - - 1 10 Non infecté - - + + 2 9 Non infecté - - + = 0 2 Non infecté - - - + 0 10 Non infecté - - - - 0 2 Non infecté - - - = 0 2 Non infecté - - S.O. - 158 2 062 Non infecté - ND - - 0 47 Non infecté ND - - + 0 1 Non infecté ND - - - 4 33 Non infecté ND - - = 1 0 Indéterminé + - ND - 1 0 Indéterminé - + ND - 0 1 Indéterminé - + ND = 0 1 Indéterminé - ND + = 1 0 Aptima Combo 2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, S.O. = non applicable, NR = résultat non disponible. Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque. Test Aptima Combo 2 87 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Tableau 32 : État d’infection à CT pour l’évaluation de performance dans les échantillons pharyngés sur écouvillon Résultats du test État des symptômes pharyngés État d’infection Échantillons pharyngés TAAN1 TAAN 2 TAAN 3 Aptima Combo 2 Panther Infecté + + + + 0 1 Infecté + + + - 0 2 Infecté + + - - 0 1 Infecté + + = - 0 1 Infecté + + S.O. + 8 31 Infecté + - + + 1 4 Infecté + - + - 0 1 Infecté + ND + - 0 1 Non infecté + - - + 0 1 Non infecté + - - - 0 3 Non infecté - + - + 0 1 Non infecté - + - - 0 2 Non infecté - - + + 0 1 Non infecté - - - + 1 4 Non infecté - - - - 1 6 Non infecté - - S.O. - 295 2 202 Symptomatique Asymptomatique Non infecté - = - - 0 1 Non infecté - ND - - 0 6 Non infecté ND - - - 0 10 Aptima Combo 2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, S.O. = non applicable, NR = résultat non disponible. Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque. Test Aptima Combo 2 88 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Tableaux des états d’infection à Neisseria gonorrhoeae La fréquence des résultats du test pour les TAAN de référence et les essais expérimentaux avec le Panther System est résumée dans les Tableaux 33 et 34 pour GC, pour les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon, respectivement. Tableau 33 : État d’infection à GC pour l’évaluation de performance dans les échantillons rectaux sur écouvillon État d’infection Échantillons rectaux État des symptômes Échantillons rectaux Résultats du test TAAN1 TAAN 2 TAAN 3 Aptima Combo 2 Panther Symptomatique Asymptomatique Infecté + + + + 1 0 Infecté + + + - 0 1 Infecté + + + = 1 0 Infecté + + - - 0 2 Infecté + + - = 0 1 Infecté + + S.O. + 34 137 Infecté + - + + 2 11 Infecté + - + - 0 2 Infecté - + + + 1 5 Infecté ND + + + 0 1 Non infecté + - - - 0 4 Non infecté - + - + 0 1 Non infecté - + - - 0 5 Non infecté - - + + 0 8 Non infecté - - + = 0 1 Non infecté - - - + 0 4 Non infecté - - - - 0 5 Non infecté - - - = 0 2 Non infecté - - S.O. - 148 2 109 Non infecté - ND - - 1 48 Non infecté ND - - - 5 34 Indéterminé - + = + 0 1 Indéterminé - ND + + 0 1 Aptima Combo 2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, S.O. = non applicable, NR = résultat non disponible. Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque. Test Aptima Combo 2 89 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux Tableau 34 : État d’infection à GC pour l’évaluation de performance dans les échantillons pharyngés sur écouvillon Résultats du test État des symptômes pharyngés État d’infection Échantillons pharyngés TAAN1 TAAN 2 TAAN 3 Aptima Combo 2 Panther Infecté + + + + 1 3 Infecté + + + - 0 2 Infecté + + - - 0 4 Infecté + + S.O. + 36 135 Infecté + - + + 2 14 Symptomatique Asymptomatique Infecté + - + - 0 2 Infecté + ND + + 0 2 Infecté - + + + 0 2 Non infecté + - - + 0 4 Non infecté + - - - 1 15 Non infecté + - - = 1 0 Non infecté - + - + 0 2 Non infecté - + - - 0 4 Non infecté - + - = 1 0 Non infecté - - + + 2 3 Non infecté - - + = 0 1 Non infecté - - - + 0 14 Non infecté - - - - 1 7 Non infecté - - S.O. - 260 2 049 Non infecté - ND - - 0 5 Non infecté ND - - - 0 9 Indéterminé + - = + 0 1 Indéterminé + - = - 1 0 Indéterminé ND - + - 0 1 Aptima Combo 2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, S.O. = non applicable, NR = résultat non disponible. Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque. Test Aptima Combo 2 90 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique du Panther System Performance analytique du Panther System Étude de reproductibilité La reproductibilité du test Aptima Combo 2 a été évaluée dans deux laboratoires américains externes et chez Hologic à l’aide du Panther System. Les tests ont été effectués sur une période de six jours à l’aide de deux lots de kit de réactifs et par six utilisateurs au total (deux à chaque site). Les membres du panel de reproductibilité ont été créés en utilisant des échantillons cliniques d’urine. Les membres du panel positifs pour CT et GC ont été créés en utilisant des échantillons de personnes naturellement infectées ou des échantillons positifs pour CT et/ou GC groupés ayant été dilués avec un volume provenant d’échantillons négatifs groupés afin d’obtenir des membres du panel ayant des gammes RLU cibles moyennes attendues (positives ou faiblement positives). Le Tableau 35 présente, pour chaque membre du panel, les données de RLU pour ce qui est des valeurs moyennes, de l’écart-type (SD) et du coefficient de variation (CV) entre sites, entre utilisateurs, entre lots, entre séries, au sein d’une même série et de manière globale. Le pourcentage de concordance avec les résultats attendus est également présenté. Les échantillons ayant des résultats valides ont été inclus dans les analyses. Tableau 35 : Données de reproductibilité du Panther System Moyenne Membre du Concor% RLU panel CT/GC dants/N Concord. (x1 000) Nég./Nég. 108/108 Pos./Nég. 107/108 Faible/Nég. 107/1071 Nég./Pos. 108/108 Nég./Faible 103/108 Pos./Pos. 107/1071 100 99,1 100 100 95,4 100 5,5 1 049,5 637,0 1 170,9 354,9 2 180,8 D’un site à l’autre D’un opérateur à l’autre D’un lot à l’autre D’une série à l’autre Intrasérie Total SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) SD (x1 000) CV (%) 0,0 27,2 20,4 32,7 58,6 52,4 0,0 2,6 3,2 2,8 16,5 2,4 0,0 53,4 34,4 6,6 65,6 0,0 0,0 5,1 5,4 0,6 18,5 0,0 0,6 0,0 38,5 32,4 0,0 0,0 11,3 0,0 6,0 2,8 0,0 0,0 0,3 42,7 38,4 17,5 0,0 55,4 5,5 4,1 6,0 1,5 0,0 2,5 0,6 115,9 153,5 24,5 178,7 78,0 10,4 11,0 24,1 2,1 50,3 3,6 0,9 137,3 167,7 55,4 199,1 109,1 16,3 13,1 26,3 4,7 56,1 5,0 Concord. = concordance, CV = coefficient de variation, Faible = faiblement positif, N = nombre de membres du panel, Nég. = négatif, Pos = positif, SD = écart-type. 1 Un résultat invalide a été exclu de l’analyse. Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec l’écart-type et le %CV est fixée à zéro. Étude de sensibilité analytique La sensibilité analytique du test Aptima Combo 2 a été évaluée en utilisant des échantillons d’urine traités avec un milieu de transport d’urine (UTM), des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt dilué dans du STM, des échantillons vaginaux sur écouvillon et du STM. Les panels ont été conçus en incorporant les organismes CT et GC dans des groupes de ces quatre matrices à 0,25 IFU/mL ou à 2,5 IFU/mL pour CT, ou à 12,5 CFU/mL ou à 125 CFU/mL pour GC. Ces panels ont été testés sur trois Panther Systems avec deux lots de réactifs pendant quatre jours pour un total de 60 réplicats par membre du panel. La concordance avec les résultats attendus a été calculé. La concordance avec les résultats attendus était de 100 % (IC de 95 % 95,7–100 %) pour tous les panels d’urine, tous les panels d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, tous les panels d’écouvillons vaginaux et tous les panels STM. La sensibilité analytique du test Aptima Combo 2 était de 2,5 IFU/mL pour CT et de 125 CFU/mL pour GC. Test Aptima Combo 2 91 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique du Panther System Études de contamination par transfert pour le Panther System Une étude analytique échelonnée a été réalisée en utilisant des panels ensemencés sur trois Panther Systems. La contamination de transfert a été évaluée en répartissant des échantillons avec un titre élevé de GC parmi les échantillons négatifs (environ 20 % du total). Les séries comprenaient des regroupements d’échantillons fortement positifs et des regroupements d’échantillons négatifs ainsi que des échantillons fortement positifs isolés répartis dans la série. Des échantillons à titre élevé ont été créés avec de l’ARNr de GC ensemencé dans du STM pour donner une concentration finale équivalente à 2,5 x 105 CFU/mL. L’analyse a été réalisée pour 5 séries sur chacun des trois Panther Systems. Le taux de contamination de transfert a été calculé à partir de 2 938 résultats négatifs valides au total. Le taux de contamination de transfert global était de 0 % avec un intervalle de confiance de 95 % de 0–0,1 %. Types d’échantillons extragénitaux (échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon) Résumé Globalement, les données cliniques et analytiques présentées ci-dessous permettent de valider l’utilisation du test Aptima Combo 2 afin de vérifier des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon pour la détection qualitative et la différenciation du RNA ribosomique (ARNr) de Chlamydia trachomatis (CT) et/ou de Neisseria gonorrhoeae (GC) afin de faciliter le diagnostic des infections à Chlamydia et/ou gonococciques de l’appareil génito-urinaire. Sensibilité analytique Le seuil de détection de 95 % pour les échantillons extragénitaux sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 a été déterminé pour les écouvillons pharyngés et rectaux. Deux sérotypes CT (E et G) et deux isolats cliniques GC ont été ensemencés dans les groupes de ces écouvillons. Les panels ont été testés sur deux Panther Systems au moyen d’un lot de réactifs dans les réplicats d’au moins 20 pendant huit jours. Le seuil de détection de 95 % pour les écouvillons pharyngés est de 0,005 IFU/mL (IC à 95 % : 0,003–0,020) pour CT et de 0,10 CFU/mL (IC à 95 % : 0,09–0,12) pour GC. Le seuil de détection de 95 % pour les écouvillons rectaux est de 0,007 IFU/mL (IC à 95 % : 0,005–0,023) pour CT et de 0,10 CFU/mL (IC à 95 % : 0,09–0,12) pour GC. Réactivité croisée des micro-organismes Pour la liste des micro-organismes ayant fait l’objet d’un test de réactivité croisée dans les échantillons urogénitaux, consulter le Tableau 15. Pour la liste des micro-organismes ayant fait l’objet d’un test de réactivité croisée dans les échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon, consulter le Tableau 16. Substances potentiellement interférentes Les substances interférentes suivantes susceptibles de se trouver dans les écouvillons extragénitaux ont été ensemencées individuellement dans le STM : médicament pour herpès labial, baumes à lèvres, crème pour les hémorroïdes, matières fécales humaines, antitussifs, pâtes à dents, rince-bouche, suppositoire laxatif, médicaments antidiarrhéiques et antiacides. Toutes ces substances ont été testées pour une interférence éventuelle au test en l’absence et en présence de CT et de GC pour une concentration équivalente à 3X le seuil de détection de 95 % associé au type d’échantillon. Les échantillons ensemencés avec CT et GC ont été positifs à au moins 95 % en présence des substances. Les substances non ensemencées avec CT ou GC n’ont donné aucun résultat positif. Test Aptima Combo 2 92 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Performance analytique du Panther System Consulter Performance analytique du Tigris DTS System pour Étude de l’équivalence des substances interférentes (Tigris DTS System Analytical Performance for Interfering Substances Equivalence Study) pour des renseignements concernant les substances potentiellement interférentes dans les échantillons urogénitaux. Manipulation et stabilité des échantillons Les données destinées à confirmer les conditions de conservation recommandées pour les échantillons extragénitaux sur écouvillon ont été générées avec des échantillons sur écouvillon négatifs groupés. Les groupes rectaux et pharyngés ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations équivalentes à 2X le seuil de détection de 95 % pour chaque type d’échantillon sur écouvillon. Les échantillons ensemencés ont été conservés à –70 °C, à –20 °C, à 4 °C et à 30 °C. Les échantillons ont été testés aux jours 0, 8, 15, 23, 36 et 60. Toutes les conditions de test étaient au moins à 95 % positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les durées et toutes les températures. Test Aptima Combo 2 93 502487FC Rév. 005 Aptima Combo 2™ Bibliographie Bibliographie 1. Alexander S et al. 2007. Confirming the Chlamydia trachomatis status of referred rectal specimens. Sex Transm Infect. Jul 83(4):327-9. Epub 2007 2 mai. 2. Alexander S et al. 2008. Self-taken pharyngeal and rectal swabs are appropriate for the detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in asymptomatic men who have sex with men. Sex Transm Infect. Nov 84(6):488-92. 3. Bachmann LH et al. 2010. Nucleic Acid Amplification Tests for Diagnosis of Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis Rectal Infections. J. Clin. Microbiol. 48(5):1827. 4. Beem, M. O., and E. M. Saxon. 1977. Respiratory tract colonization and a distinctive pneumonia syndrome in infants infected with Chlamydia trachomatis. NEJM 296:306-310. 5. 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Hologic, Aptima, Aptima Combo 2, DTS, Leader, Panther, PreservCyt, SB100, ThinPrep, Tigris, TMA et les logos associés sont des marques commerciales et/ou des marques déposées d’Hologic, Inc. et/ou de ses filiales aux États-Unis et/ou dans d’autres pays. eppendorf (stylisé) et REPEATER sont des marques déposées de Eppendorf AG. TECAN et FREEDOM EVO sont des marques déposées de Tecan Group AG. Toutes les autres marques commerciales qui peuvent apparaître dans cette notice sont des marques déposées de leurs détenteurs respectifs. Ce produit peut être couvert par un ou plusieurs brevets américains identifiés sur le site www.hologic.com/patents. © 2001–2024 Hologic, Inc. Tous droits réservés. 502487FC Rév. 005 2024-02 Test Aptima Combo 2 96 502487FC Rév. 005 ">
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Should reagents be equilibrated to room temperature before reconstitution and for how long?
Reagents should be allowed to reach room temperature before beginning the reconstitution process, although the documentation does not specify a required duration for this equilibration.
Should reagents be allowed to return to ambient temperature before reconstitution?
Yes, before proceeding with the reconstitution of the amplification reagent, enzymatic reagent, and probe reagent, it is necessary to allow the temperature of the reconstitution solutions to equilibrate to ambient temperature if they were refrigerated. The document does not specify a specific duration for this equilibration.
Should reagents be allowed to return to room temperature before reconstitution?
Yes, before proceeding with the reconstitution of the amplification reagent, enzyme reagent, and probe reagent, it is necessary to allow the temperature of the reconstitution solutions to equilibrate to room temperature if they were refrigerated.
Should reagents be brought to room temperature before reconstitution?
Yes, before reconstituting the amplification reagent, enzyme reagent, and probe reagent, it is necessary to allow the reconstitution solutions to equilibrate to room temperature if they were refrigerated.
Should reagents be brought to room temperature before reconstitution, and what is the recommended duration?
Yes, it is necessary to allow the reconstitution solutions (amplification reagent, enzymatic reagent, and probe reagent) to equilibrate to room temperature if they were refrigerated. However, the document does not specify a particular duration for this process; it merely indicates that they must equilibrate before the procedure.
Is it necessary to bring reagents to room temperature before reconstitution, and for how long?
Yes, before reconstituting the amplification reagent, enzymatic reagent, and probe reagent, allow the temperature of the reconstitution solutions to equilibrate to room temperature if they were refrigerated. The document does not specify a precise duration for this equilibration; it simply states to allow them to equilibrate to room temperature before starting the reconstitution procedure.
Should refrigerated reagents reach ambient temperature before reconstitution?
Yes, it is necessary to allow the reconstitution solutions to equilibrate to room temperature before starting the procedure.
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